معلومة

هل يمكن تصوير الخلايا الحية بالمجهر الإلكتروني؟

هل يمكن تصوير الخلايا الحية بالمجهر الإلكتروني؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

وفقًا لهذا المقال من أكتوبر 2009 ، http://news.mit.edu/2009/electron-microscope

"المجاهر الإلكترونية هي أقوى أنواع المجاهر القادرة على التمييز حتى بين الذرات الفردية. ومع ذلك ، لا يمكن استخدام هذه المجاهر لتصوير الخلايا الحية لأن الإلكترونات تدمر العينات."

"الآن ، يقترح الأستاذ المساعد في معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا محمد فاتح يانيك وطالبه ويليام بوتنام مخططًا جديدًا يمكنه التغلب على هذا القيد باستخدام تقنية قياس ميكانيكي كمي تسمح للإلكترونات باستشعار الأشياء عن بُعد. سيتم تجنب الضرر لأن الإلكترونات لن تكون أبدًا في الواقع. ضرب الأشياء المصورة ".

هل من الممكن حتى الآن تصوير الخلايا الحية بالمجهر الإلكتروني؟ إذا لم يكن كذلك ، فهل كان هناك أي تقدم في هذا الاتجاه؟


بقدر ما أستطيع أن أرى ، يظل هذا مجرد اقتراح ، على الرغم من أنه ليس مجال عملي تمامًا ، لذلك من المحتمل أن يكون شخص ما قد قدم نتائج في مؤتمر في مكان ما.

إلقاء نظرة على الاقتباسات من الورقة الأصلية [المجهر الإلكتروني غير الباضع بقياسات كمية خالية من التفاعل ، بوتنام ويانيك فيز. Rev. A 80، 040902 (R)] ، لا يبدو أن هناك أي تطبيقات تجريبية: https://scholar.google.com/scholar؟cites=17617747827527972037

من القصة الإخبارية التي ربطتها: "يتوقع [يانيك] أن يبدأ العمل بجهود تجريبية قد تؤدي إلى نموذج أولي في غضون السنوات الخمس المقبلة." تذكير جيد حول عمل تقديرات الوقت!


في حين أنه قد لا يكون من الممكن بعد تصوير الخلايا الحية باستخدام EM ، إلا أنه من الممكن تصوير الخلايا الحية الحيوانات. على سبيل المثال ، Ishigaki et al. (2012) القراد الحي المصور (هيمافيساليس فلافا) بالمجهر الإلكتروني الماسح. يمكنهم حتى رؤية القراد وهو يحرك أرجلهم داخل المجهر لمدة دقيقة واحدة بعد دخولهم الغرفة. كانت القراد لا تزال على قيد الحياة بعد إزالتها من الفراغ داخل المجهر. مات نصف أولئك الذين تعرضوا للفراغ وشعاع الإلكترون خلال اليومين التاليين ، لكن بقي الباقون على قيد الحياة لمدة أسبوعين آخرين على الأقل. على ما يبدو ، القراد التي تم وضعها فقط داخل الفراغ نجت جميعًا على ما يرام. فقط عندما تم تفجيرهم بشعاع الإلكترون عالي الطاقة زادت فرصهم في الموت.

القراد الحية في SEM
لاحظ أن أشرطة المقياس في اللوحات B-F يجب أن تكون بالدولار mu m $ ، وليس $ mm $

هذه ليست الدراسة الأولى التي تنجح في تصوير الكائنات الحية بالمجهر الإلكتروني. كان ذلك Pease et al. في عام 1966. يبدو أن الحزمة المؤينة في بعض الحشرات تحفز بلمرة "المواد خارج الخلية" في غشاء رقيق (حوالي 5 دولارات ميكرون) يعمل بمثابة "بدلة نانوية" واقية (تاكاكو وآخرون 2013) . تاكاكو وآخرون (2013) يمكن أن يحفز تكوين غشاء رقيق وقائي مماثل باستخدام polysorbate 20 ، وهو مادة خافضة للتوتر السطحي مستخدمة على نطاق واسع. قد يكون الحث على تكوين "بدلات نانوية" مماثلة طريقة واعدة أكثر لتصوير الخلايا الحية بالمجهر الإلكتروني بدلاً من الاعتماد على القياسات الميكانيكية الكمومية. تاكاكو وآخرون (2013) ذهب إلى حد التكهن بأن التكوين الطبيعي لـ "بدلات نانوية" مماثلة ربما كان بمثابة درع واقي لعشبات بدائية النواة التي يمكن أن تغزو الأرض خلال التطور المبكر (فرضية البانسبيرميا).


مراجع

- Ishigaki Y و Nakamura Y و Oikawa Y و Yano Y و Kuwabata S و Nakagawa H et al. (2012). مراقبة القراد الحية (هيمافيساليس فلافا) عن طريق المسح المجهري الإلكتروني تحت ضغط تفريغ عالي. بلوس واحد 7(3): e32676. http://journals.plos.org/plosone/article؟id=10.1371/journal.pone.0032676
- بيس ، R.F.W. ، Hayes ، TL ، Camp ، A.S. وعامر ، ن.م ، (1966). الفحص المجهري الإلكتروني للحشرات الحية. علم, 154(3753): 1185-1186. http://science.sciencemag.org/content/154/3753/1185
- Takaku Y. و Suzuki H. و Ohta I. و IshiiD. و Muranaka Y. و Shimomura M. و HariyamaT. (2013). غشاء بوليمر رقيق ، بدلة نانوية ، يعزز البقاء عبر السلسلة المتصلة بين الهواء والفراغ العالي PNAS 110 (19): 7631-7635. 10.1073 / pnas.1221341110


هل يمكن تصوير الخلايا الحية بالمجهر الإلكتروني؟ - مادة الاحياء


من بين جميع التقنيات المستخدمة في علم الأحياء المجهري ربما يكون الأكثر أهمية. الغالبية العظمى من الكائنات الحية صغيرة جدًا بحيث لا يمكن رؤيتها بأي تفاصيل بالعين البشرية ، ولا يمكن رؤية الخلايا وعضياتها إلا بمساعدة المجهر. شوهدت الخلايا لأول مرة في عام 1665 من قبل روبرت هوك (الذي أطلق عليها اسم خلايا الرهبان في دير) ، ودرسها ليويهوك بمزيد من التفصيل باستخدام مجهر بدائي.

وحدات القياس

التكبير والقرار [عودة إلى الأعلى]

باستخدام المزيد من المجاهر يمكن تكبيرها بكمية أكبر ، لكن هذا لا يعني دائمًا أنه يمكن رؤية المزيد من التفاصيل. مقدار التفاصيل يعتمد على قدرة الميز من المجهر ، وهو أصغر فاصل يمكن من خلاله تمييز كائنين منفصلين (أو حلهما).

إن القدرة التحليلية للميكروسكوب محدودة في النهاية بطول موجة الضوء (400-600 نانومتر للضوء المرئي). لتحسين قدرة التحليل ، يلزم وجود طول موجي أقصر للضوء ، وفي بعض الأحيان تحتوي المجاهر على مرشحات زرقاء لهذا الغرض (لأن اللون الأزرق له أقصر طول موجي للضوء المرئي).

تكبير هو حجم العينة التي تظهر تحت المجهر عما هي عليه في الحياة الواقعية.

التكبير الكلي = عدسة موضوعية × عدسة عينية

الدقة هي القدرة على التمييز بين نقطتين في الصورة ، أي مقدار التفاصيل

  • دقة الصورة محدودة بطول موجة الإشعاع المستخدم لعرض العينة.
  • هذا لأنه عندما تكون الكائنات في العينة أصغر بكثير من الطول الموجي للإشعاع المستخدم ، فإنها لا تقاطع الموجات ، وبالتالي لا يتم اكتشافها.
  • الطول الموجي للضوء أكبر بكثير من الطول الموجي للإلكترونات ، لذا فإن دقة المجهر الضوئي أقل بكثير.
  • باستخدام مجهر مع تكبير أقوى للإرادة ليس زيادة هذا القرار أي أبعد من ذلك. سيزيد حجم الصورة ، لكن الكائنات الأقرب من 200 نانومتر سيظل يُنظر إليها على أنها نقطة واحدة فقط.

وهج جديد للفحص المجهري الإلكتروني

يتم توفير الصور للتنزيل على موقع مكتب MIT الإخباري للكيانات غير التجارية والصحافة وعامة الجمهور بموجب ترخيص Creative Commons Attribution Non-Commercial No Derivatives. لا يجوز لك تغيير الصور المقدمة ، بخلاف قصها حسب الحجم. يجب استخدام حد ائتمان عند إعادة إنتاج الصور إذا لم يتم توفير أحدها أدناه ، فامنح الصور إلى "MIT".

الصورة السابقة الصورة التالية

أحدث الجزيء الأخضر المتوهج المعروف باسم البروتين الفلوري الأخضر (GFP) ثورة في البيولوجيا الجزيئية. عندما يتم ربط GFP ببروتين معين داخل خلية ، يمكن للعلماء التعرف عليه وتحديد موقعه بسهولة باستخدام الفحص المجهري الفلوري. ومع ذلك ، لا يمكن استخدام GFP مع المجهر الإلكتروني ، والذي يوفر دقة أعلى بكثير من الفحص المجهري الفلوري.

صمم الكيميائيون من معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا الآن مكافئًا لـ GFP للفحص المجهري الإلكتروني - علامة تتيح للعلماء تصنيف وتصور البروتينات بوضوح غير مسبوق.

"مع الأشياء التي قد تظهر فقط بضع بكسلات عبر المجهر الفلوري - على سبيل المثال ، ميتوكوندريا - لا يمكنك تحديد أي من الميزات الداخلية. ولكن باستخدام المجهر الإلكتروني ، من السهل جدًا تمييز الهياكل الداخلية المعقدة ، كما يقول جيف مارتيل ، طالب دراسات عليا في الكيمياء بمعهد ماساتشوستس للتكنولوجيا والمؤلف الرئيسي لورقة بحثية تصف العلامة الجديدة في إصدار 21 أكتوبر عبر الإنترنت من التكنولوجيا الحيوية الطبيعة.

يمكن للعلامة الجديدة أن تساعد العلماء في تحديد مواقع العديد من بروتينات الخلية ، مما يوفر رؤية جديدة لوظائف تلك البروتينات ، وفقًا للباحثين.

تحسين الطبيعة

يُطلق على العلامة الجديدة اسم APEX ، وهي مشابهة للبروتينات التي تحدث بشكل طبيعي والتي تمت تجربتها كملصقات تصوير للفحص المجهري الإلكتروني. يعتبر بيروكسيداز الفجل (HRP) علامة شائعة الاستخدام ، ولكنه يعمل فقط في أجزاء قليلة من الخلية. تعمل العلامات الأخرى التي تم تطويرها مؤخرًا في جميع أنحاء الخلية ولكنها صعبة الاستخدام تقنيًا لأنها تتطلب تسليط الضوء على العينة وإخراج الأكسجين من خلالها.

لتحسين هذه الأساليب ، بدأ الباحثون ببروتين مشابه لـ HRP ، يسمى أسكوربات بيروكسيديز (APX). يعد APX أكثر تنوعًا من HRP لأنه يمكن أن يعمل داخل العصارة الخلوية للخلية ، في التجويف الرئيسي للخلية.

ينتمي كل من HRP و APX إلى فئة من الإنزيمات تسمى البيروكسيداز ، والتي تزيل الإلكترون والبروتون من الجزيئات الأخرى في عملية تعرف باسم الأكسدة. لكل بيروكسيديز أهداف مختلفة ، وأحد الأهداف الرئيسية لبرنامج HRP هو جزيء يسمى DAB ، والذي عندما يتأكسد يمكن تصويره بالمجهر الإلكتروني. قام الباحثون بتصميم APX وراثيًا بحيث يستهدف DAB أيضًا.

لاستخدام علامة APEX الجديدة هذه (لـ "APX المهندسة") ، يقوم الباحثون بتسليم ، إلى خلية حية ، حلقة صغيرة من الحمض النووي تحتوي على جين APEX المرتبط بالجين للبروتين الذي يخططون لتصويره. ثم تقوم الخلية بإنتاج البروتين المستهدف المرتبط ببروتين APEX.

بعد ذلك ، يحتاج الباحثون إلى تقديم DAB ، والذي لا يوجد عادة في الخلايا. يحدث هذا التسليم أثناء عملية "تثبيت" أو تثبيت الخلايا ، والتي يجب القيام بها قبل أن يتم تصويرها بالمجهر الإلكتروني.

عندما يؤكسد بروتين APEX DAB ، فإنه يولد جذورًا تتكتل معًا بسرعة في بوليمر يشبه القطران. يمكن اكتشاف هذا البوليمر من خلال المجهر الإلكتروني ، مما يسمح للباحثين بتحديد موقع البروتين المستهدف.

حل سؤال بيولوجي

لإثبات فائدة علامتهم الجديدة ، شرع الباحثون في حل سؤال مفتوح يتعلق بموقع بروتين قناة الكالسيوم الذي تم اكتشافه العام الماضي. حددت مجموعتان بحثيتان البروتين وأبلغتا أنه يقع داخل الميتوكوندريا ، لكن كانت لديهما نظريات متضاربة بشأن موقعه واتجاهه الدقيق. باستخدام تقنية التصوير الجديدة ، قام الفريق بقيادة معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا بتسمية البروتين وتحديد أنه مضمن في غشاء الميتوكوندريا الداخلي ويواجه الجزء الأعمق من الميتوكوندريا ، مصفوفة الميتوكوندريا.

أظهر الفريق أيضًا أن العلامة الجديدة يمكنها تصنيف البروتينات في جميع أنحاء الخلية - ليس فقط داخل الميتوكوندريا ولكن أيضًا في النواة والشبكة الإندوبلازمية والعصارة الخلوية.

Martell and Alice Ting ، أستاذة الكيمياء المشاركة في Ellen Swallow Richards بمعهد ماساتشوستس للتكنولوجيا والمؤلفة الرئيسية لكتاب التكنولوجيا الحيوية الطبيعة الورق ، اخترع التكنولوجيا الجديدة. المؤلفون الآخرون الذين ساعدوا في اختبار العلامة واستكشاف التطبيقات البيولوجية هم مارك إليسمان وتوماس ديرينك وجينا سوسينسكي من جامعة كاليفورنيا في سان دييغو وياسمين سانجاك وفامسي موثا من كلية الطب بجامعة هارفارد وتوماس بولوس من جامعة كاليفورنيا في إيرفين. .

في الدراسات الحالية ، يعمل الباحثون على ملء خلايا كاملة ، مثل الخلايا العصبية ، بعامل التصوير الخاص بهم. يسمح هذا لبعض الخلايا العصبية في صورة المجهر الإلكتروني بالظهور ، مما يسهل تتبع الروابط التي تصنعها مع الخلايا العصبية الأخرى. بالنسبة لهذا المشروع ، يتعاون باحثو معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا مع جوشوا سانز ، أستاذ البيولوجيا الجزيئية والخلوية في جامعة هارفارد ، الذي يقول إنه يعتقد أن تقنية الوسم الجديدة ستكون مفيدة للغاية.

نريد أن نجد الروابط الدقيقة التي تقوم بها هذه الخلايا ، و APEX طريقة جيدة لتسمية الخلايا بالمجهر الإلكتروني. يمكننا تسمية أنواع معينة من الخلايا ومعرفة كيفية ملاءمتها للدائرة العصبية ، "يقول سانيس.

تقدم Ting و Martell بطلب للحصول على براءة اختراع لتقنية التصوير الخاصة بهما ويعملان الآن على جعل جزيء APEX أكثر استقرارًا وقدرة على ربط الهيم (ذرة حديد مدمجة في مركب عضوي) ، وهو أمر ضروري لكي يعمل بشكل صحيح.


مجهر إلكتروني فاز & # x27t بتدمير الخلايا الحية

لقد رأينا جميعًا تلك الصور المخيفة لحشرات متوحشة تم التقاطها بواسطة المجاهر الإلكترونية عالية الدقة ، مثل عثة غبار المنزل في الصورة أعلاه. هناك شيء واحد قد لا تكون على دراية به ، وهو أن جميع عمليات الزحف المخيفة في مثل هذه الصور قد ماتت. وذلك لأن حزمة الجسيمات من الإلكترونات المستخدمة لإضاءة عينة تدمر العينات أيضًا ، مما يعني أنه لا يمكن استخدام المجاهر الإلكترونية لتصوير الخلايا الحية. اقترح مهندسو الكهرباء في معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا (MIT) مخططًا جديدًا يمكنه التغلب على هذا القيد الحرج باستخدام تقنية قياس ميكانيكية كمومية تسمح للإلكترونات باستشعار الأجسام عن بُعد دون اصطدامها بالأشياء المصوّرة ، وبالتالي تجنب الضرر.

تستخدم المجاهر الإلكترونية التقليدية حزمة من الإلكترونات ، بدلاً من الضوء ، لتصوير العينات ، والتي توفر دقة عالية للغاية - تصل إلى 0.2 إلى 10 نانومتر - أي 10 إلى 10000 مرة أكبر من المجهر التقليدي. باستخدام المجهر الكمومي الجديد الذي اقترحه باحثو معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا ، لن تصطدم الإلكترونات مباشرة بالجسم الذي يتم تصويره ، بل ستتدفق بدلاً من ذلك حول حلقة أو حلقتين ، مرتبة إحداهما فوق الأخرى.

ستكون هذه الحلقات متقاربة بدرجة كافية بحيث يمكن للإلكترون التنقل بينها بسهولة ، ومع ذلك ، إذا تم وضع كائن (مثل خلية) بين الحلقات ، فسيؤدي ذلك إلى منع الإلكترون من القفز ، وسيحاصر الإلكترون في حلقة واحدة . سيؤدي هذا الإعداد إلى مسح "بكسل" واحد من العينة في كل مرة ، ووضعها جميعًا معًا لإنشاء الصورة الكاملة. عندما يتم حجز الإلكترون ، سيعرف النظام أن هناك بكسلًا داكنًا في تلك البقعة.

يقول الأستاذ المساعد محمد فاتح يانيك ، المؤلف الرئيسي للورقة ، إنه يتوقع أن العمل "من المرجح أن يشعل جهودًا تجريبية حول العالم لتحقيقه ، مع ظهور أول نموذج أولي في غضون خمس سنوات أو نحو ذلك".

قبل ذلك الحين ، يجب التغلب على التحديات التقنية ، مثل منع الإلكترون المشحون من التفاعل مع المعادن الأخرى في المجهر. لكن يانيك يعتقد أن مثل هذا المجهر في النهاية يمكن أن يحقق دقة نانومترية واحدة ، مما يسمح للعلماء بمشاهدة جزيئات مثل الإنزيمات والأحماض النووية داخل الخلايا الحية.

يمكن أن يلقي المجهر الإلكتروني غير الجراحي الضوء على الأسئلة الأساسية حول الحياة والمادة ، مما يسمح للباحثين بمراقبة الجزيئات داخل الخلية الحية دون إزعاجهم. إذا نجحت هذه المجاهر ، فستتفوق على ما خلص إليه الحائز على جائزة نوبل دينيس جابور في عام 1956 بأنه القيد الأساسي للفحص المجهري الإلكتروني: "تدمير الكائن بواسطة عامل الاستكشاف".

بحث فريق معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا مفصل في الورقة ، "المجهر الإلكتروني غير المدمر وقياسات الكم الخالية من التفاعل" الذي يظهر في عدد أكتوبر من المجلة المراجعة المادية أ - الاتصالات السريعة.


نهج متعدد التخصصات

كانت هذه التطورات نتيجة مساهمات العلماء في العديد من المجالات المختلفة. قدم الفيزيائيون الكثير من التكنولوجيا ، مثل أجهزة الكشف عن الإلكترون المتقدمة التي زادت من سرعة وحساسية أجهزة cryo-EM الحديثة. طور الكيميائيون مجسات الفلورسنت الأكثر إشراقًا التي تضيء الأهداف لفترة أطول. قام الإحصائيون وعلماء الكمبيوتر بتحسين تقنيات معالجة الصور وتحليلها. تقول جينيفر ليبينكوت شوارتز ، عالمة بيولوجيا الخلية في حرم جانيليا للأبحاث التابع لمعهد هوارد هيوز الطبي في أشبورن ، فيرجينيا ، "لقد تحقق التسارع في التصوير من خلال هذا التآزر المذهل" ، والتي ساعدت في وضع الأسس لتطوير الدقة الفائقة المجهر مع العمل خلال التسعينيات على استخدام البروتينات الفلورية الخضراء لتصور مسارات الاتجار الخلوي في الخلايا الحية 2.

تم إجراء العديد من التطورات باستخدام أدوات الفحص المجهري هذه. على سبيل المثال ، استخدمت ليبينكوت شوارتز وزملاؤها شكلاً من أشكال الفحص المجهري للصفائح الضوئية الفلورية مع الفحص المجهري متحد البؤر لالتقاط لقطات ملونة ثلاثية الأبعاد للتفاعلات بين أنواع مختلفة من العضية. يقول ليبينكوت شوارتز ، الذي نُشرت ورقته البحثية 3 في طبيعة سجية في عام 2017. "هذا مهم إذا كنت ترغب في فهم التواصل المتبادل بين العضيات ، وهو أحد الاهتمامات الكبيرة لعلماء الأحياء الخلوية في الوقت الحالي."

تُظهر جينيفر ليبينكوت شوارتز مجهرًا قادرًا على التصوير فائق الدقة. الائتمان: مات ستالي

يوفر التوافر المتزايد لهذه التقنيات المتقدمة فرصًا لعلماء الأحياء الخلوية في بداية حياتهم المهنية. من الواضح أنه يزيد من عدد العمليات التي يمكن لعلماء الأحياء الخلوي التحقيق فيها. تقول ليبينكوت شوارتز: "تفتح هذه الأساليب آفاقًا هائلة لأنواع الأسئلة التي يمكننا الإجابة عليها". استخدم عالم الأحياء الهيكلية ديفيد بارفورد في مختبر MRC للبيولوجيا الجزيئية في كامبريدج ، المملكة المتحدة ، تقنية cryo-EM لتعزيز فهم بعض الآليات الخلوية المتضمنة في الانقسام 4 ، وهو نوع من الانقسام الخلوي ينتج عنه تكوين خليتين ابنتيتين مع نفس الكروموسومات مثل الخلية الأم. يقول: "بالنسبة للعلماء الأكاديميين ، فإن القدرة على تحديد الهياكل ذات الدقة الذرية باستخدام المجهر الإلكتروني بالتبريد يمكن أن تكون مهمة جدًا في تصميم تجارب جديدة واختبار الفرضيات البيولوجية".

يضيف بارفورد أن الفوائد المحتملة للباحثين في بداية حياتهم المهنية من اكتساب فهم متعمق لأحدث تقنيات التصوير يمكن أن تمتد إلى ما هو أبعد من الأسئلة البحثية الفورية التي يسعون للإجابة عليها. يقول: "أصبحت شركات الأدوية حريصة جدًا على الفحص المجهري الإلكتروني كوسيلة لتحديد هياكل البروتينات والأدوية المستهدفة ، لذا فإن الانتقال إليها قد يكون اختيارًا مهنيًا جيدًا للغاية". يعتقد بارفورد أيضًا أن هذه التقنيات ستزداد أهمية وستتفوق على التقنيات القديمة التي يستخدمها علماء الأحياء. "من المحتمل أن يحل محل علم البلورات في سوق العمل."

من المستحيل أن تصبح ماهرًا في استخدام جميع أو حتى العديد من أحدث أدوات التصوير. يحتاج علماء الأحياء الخلوية في بداية حياتهم المهنية الذين يسعون إلى استخدامها إلى تحديد ما إذا كانوا سيتخصصون في تقنية معينة ، أو تحديد المتعاونين الذين يمكنهم القيام بذلك نيابة عنهم (راجع "اجتماعات العقول" لبعض المؤتمرات الشائعة في بيولوجيا الخلية). ينصح ريدلي ، الذي يدرس دور هجرة الخلايا في تطور السرطان ، أولئك الحاصلين على درجة الدكتوراه باغتنام أي فرص متاحة لهم للحصول على نكهة من التقنيات المختلفة. "أوصي بأن يقوم أي شخص يقوم ببرنامج دكتوراه مع خيار القيام بالتناوب في مختبرات مختلفة واكتساب خبرة في مجالات التصوير المختلفة للقيام بذلك ،" كما تقول. "حتى لو لم تصبح خبيرًا في المجهر الإلكتروني ، على سبيل المثال ، فإن العمل في هذا المجال لمدة شهرين سيمنحك فهمًا لما يمكنه وما لا يمكنه فعله." يضيف بارفورد أن الباحثين الذين يتركون الأمر للمتعاونين ليقوموا بتصويرهم من أجلهم يخاطرون بالتخلف بطرق أخرى. "إذا أصبحت مجرد مستخدم وليس مطورًا ، فهذا يحد من إمكاناتك المستقبلية للمساهمة في هذا المجال من خلال تطوير التكنولوجيا وتطويرها."

لقاءات العقول

المندوبون في الاجتماع المشترك للجمعية الأمريكية لبيولوجيا الخلية والمنظمة الأوروبية للبيولوجيا الجزيئية في عام 2018. Credit: Paul Sakuma Photography

الندوات والمؤتمرات جيدة للحصول على تحديثات ولمحات عامة عن المجال.

غالبًا ما يتعين على الباحثين الاختيار بين الذهاب إلى اجتماعات واسعة أو متخصصة. بالنسبة لأولئك الذين يسعون للحصول على نظرة عامة على حالة المجال ، فإن الاجتماع المشترك للجمعية الأمريكية لبيولوجيا الخلية والمنظمة الأوروبية للبيولوجيا الجزيئية هو إلى حد بعيد أكبر تجمع سنوي لعلماء الأحياء الخلوية في العالم. من المتوقع أن يحضر حوالي 6000 شخص هذا العام ، في واشنطن العاصمة في 7-11 ديسمبر. ستكون الموضوعات التي سيتم تناولها واسعة النطاق ، بما في ذلك الموضوعات الناشئة مثل الكائنات الحية النموذجية غير التقليدية والنمذجة الحاسوبية والبيولوجيا التركيبية.

سيلقي بروس ستيلمان ، الرئيس والمدير التنفيذي لمختبر كولد سبرينج هاربور في نيويورك ، محاضرة رئيسية حول عمله على ازدواج الكروموسومات في الخلايا. سيكون هناك مجموعة متنوعة من الندوات وورش العمل وجلسات الملصقات وجلسات الاهتمامات الخاصة. في اليوم السابق للاجتماع الرئيسي ، سيكون هناك يوم كامل من الجلسة حول المهن والتطوير المهني للأكاديميين ، ودورة مصغرة للتكنولوجيا الحيوية ليوم واحد ، حيث يمكن للحاضرين معرفة كيفية تحويل الاكتشافات العلمية إلى مشاريع علوم حيوية. ستغطي الجلسات الأخرى وظائف في مجال الدعوة العلمية غير الهادفة للربح ، وسياسة العلوم ، والتوعية ، وإدارة البنية التحتية العلمية ، والبحوث القائمة على مقاعد البدلاء في الصناعة.

هناك العديد من الخيارات الأخرى للباحثين الراغبين في التعمق أكثر في فرع معين من التخصص. ندوة تسمى Seeing is Believing ، على سبيل المثال ، تجمع مطوري تقنيات التصوير المتطورة مع أولئك الذين يطبقونها في المختبر. اجتذب هذا الاجتماع حوالي 400 مشارك عندما عُقد آخر مرة ، في مختبر البيولوجيا الجزيئية الأوروبي في هايدلبرغ ، ألمانيا ، في أكتوبر من هذا العام. وقد تضمنت جلسات حول أحدث الأدوات والأساليب التي تحول قدرات الباحثين على تصور البروتينات ومجمعات البروتين والعضيات والخلايا والأنسجة والأعضاء والكائنات الحية الكاملة.

تتمثل إحدى ميزات التصوير لـ Lippincott-Schwartz في نقائها كطريقة تجريبية لاكتساب المعرفة. "عندما تقوم بالتصوير ، فأنت تراقب أولاً ، ثم تكوّن الفرضيات ثم تصمم مناهج لاختبار فرضياتك. إنها الطريقة المثالية لتحقيق المنهج العلمي ". وتضيف أن انتشار الأدوات المتقدمة جعل الفحص المجهري أكثر جاذبية كمحور لعلماء الأحياء الخلوية. وتقول: "يمكن أن يجعل التصوير اتجاهًا إبداعيًا للغاية يجب اتخاذه".

طبيعة سجية 575، S91-S94 (2019)

هذه المقالة جزء من Nature Career Guide: Cell biology ، ملحق تحريري مستقل. المعلنين ليس لهم تأثير على المحتوى.


التجميع و oligomerization هي عمليات قابلة للقياس

يتمثل أحد الأهداف المهمة في بيولوجيا الخلية في مراقبة مد وتدفق المجمعات الجزيئية التي تضبط الاستجابات الإجمالية للخلية. على سبيل المثال ، ما هي أعمار المجمعات البروتينية التي تشكلت أثناء إرسال الإشارات وأين تحدث تفاعلات البروتين الإنتاجية هذه؟ تعتبر التقنيات التي تمت مناقشتها حتى الآن قوية في قدرتها على الحصول على معلومات ديناميكية من جزيئات مفردة وذات صلة بروتين فردي السلوك لبيئتها. التقنيات التي تقيس سلوك أ عدد الجزيئات في وقت واحد أيضًا لتحديد الموقع والنطاق الزمني لتفاعلات البروتين. تتضمن هذه التقنيات طرق الارتباط FRAP و FRET و Fluorescence (الإطار 1).

قلة البروتين

كما تم تقديمه سابقًا ، يعد FRET أحد الأساليب المستخدمة لاكتشاف القرب الوثيق بين البروتينات. تم تطبيق هذه التقنية بنجاح من قبل العديد من الباحثين لتحديد التغيرات الديناميكية في تفاعلات البروتين والبروتين. في أحد الأمثلة الحديثة ، قام Liou وزملاؤه بدمج المعلومات من FRET و FRAP التقليديين لفحص قلة القلة وانتقال STIM1 ، وهو مقيم في الشبكة الإندوبلازمية (ER) يتمثل دوره في اكتشاف مخازن الكالسيوم المستنفدة وتحفيز إدخال الكالسيوم في المتجر [18]. بعد إطلاق Ca 2+ من مخازن ER ، لاحظ المؤلفون زيادة ملحوظة في نقل الطاقة بين CFP- و YFP-STIM1 ، بما يتوافق مع تراكم البروتين. كشف تصوير الخلية الحية أيضًا أن STIM1 ينتقل داخل ER لتشكيل مجموعات بالقرب من غشاء البلازما (PM). يبدو أن هذا الانتقال من ER إلى PM كان مقصورًا على STIM1 المتاح محليًا ، بناءً على الانتعاش البطيء جدًا لـ YFP-STIM1 بعد التبييض الضوئي. تشير البيانات معًا إلى أن الإشارات يتم ترجمتها مكانيًا إلى مجموعة سكانية فرعية من STIM1 تقع داخل منطقة

2 & # x000b5m بالقرب من تقاطعات ER-PM المفترضة.

قامت Robia وزملاؤها مؤخرًا بتعديل نهج FRET لتحديد تبادل البروتين داخل أوليغومير [19]. يعد استرداد نقل F & # x000f6rster (FTR) مزيجًا ذكيًا من FRET و FRAP حيث يتم التبييض الضوئي للمستقبل ويتم مراقبة استعادة نقل الطاقة (بدلاً من الكثافة فقط) في المنطقة المبيضة بمرور الوقت. من حركية استعادة نقل الطاقة ، يمكن تحديد معدل التبادل بين الجزيئات المبيضة وغير المبيضة في المجمع. استخدم المؤلفون هذه التقنية مع بروتينات الانصهار YFP و CFP لتحديد أن الفوسفولامبان يتبادل بسرعة في المجمعات التنظيمية مع الشبكة الساركوبلازمية Ca 2+ -ATPase (SERCA) ولكنها تشكل أوليغومرات متجانسة مستقرة نسبيًا.

في حالة التفاعلات المثلية ، فإن الحاجة إلى وضع العلامات باستخدام نوعين مختلفين من الفلوروفور ليست مثالية. نظرًا لأن نفس المبادئ التي تحكم FRET بين المتبرعين المختلفين كيميائيًا وفلوروفورات المستقبلة تنطبق أيضًا على نقل الطاقة بين الفلوروفور مثل (أي GFP إلى GFP) ، فإن تطبيق homo-FRET لتصوير الخلية الحية يجعل من الممكن تحديد مجموعات homo باستخدام واحد فئة العلامة الفلورية [20 ، 21]. يتيح تصوير تباين التألق بالحالة المستقرة والوقت الذي تم حله قياسًا حساسًا لـ homo-FRET ، بناءً على إزالة الاستقطاب السريع للفلورة. الأهم من ذلك ، يمكن لـ homo-FRET الإبلاغ عن عدد من الفلوروفور في مجمع أو عنقود. كان هذا النهج هو الرائد من قبل شارما وآخرون، الذي ركز على تجميع بروتينات مرساة GPI (GPI-APs) [22]. أظهرت هذه الدراسة أن GPI-APs توجد على حد سواء مونومرات وفي المقياس النانوي (& # x0003c5nm) ، مجموعات حساسة للكوليسترول على غشاء البلازما. ومؤخرا بدر وآخرون[23] استخدم قياسات تباين الخواص التي تم حلها بمرور الوقت في مجهر متحد البؤر مجهز خصيصًا لحل الاختلافات مكانيًا في حالة تجميع البروتين عبر المشهد الخلوي (الشكل 2). باستخدام هذه الأداة ، تمكنوا من التمييز بين أن GPI-APs تشكل مجموعات صغيرة على غشاء البلازما ، لكنها تظل أحادية اللون عند سكان العضيات الداخلية.

(أ) الكثافة ، (ب) تباين الخواص (r) و (ج) صور حجم الكتلة (N) لخلية NIH3T3 التي تعبر عن GPI-GFP. يكشف تصوير Homo-FRET أن GPI-GFP موجود كمجموعات صغيرة في الكشكشة على غشاء البلازما ، لكنه يظل أحاديًا في Golgi. الصور مقدمة من آريين بدر وهانس جريتسن وتم نسخها بإذن من بدر وآخرون[23].

السلوك الناجم عن يجند

عند استخدام SPT للتصوير متعدد الألوان ، يمكن أيضًا الإبلاغ عن تفاعلات البروتين والبروتين [5 ، 24 ، 25]. أثناء وجوده في مجموعة Jovin ، قام Lidke بربط EGF مباشرة إلى QDs لتسهيل تتبع EGFR / erbB1 المرتبط بالرابط [26]. مكّنت تحقيقات QD الساطعة والمستقرة ضوئيًا من المراقبة المباشرة لعملية استيعاب المستقبلات ، ومن خلال استخدام الخلايا المنقولة بشكل ثابت باستخدام erbB2-YFP أو erbB3-mCitrine ، لتحديد الاختلاف في الاستيعاب المشترك للمغايرين. في دراسة لاحقة ، سمح استخدام EGF-QDs بالكشف عن نقل erbB1 الرجعي السريع إلى أسفل الأرجل الخلوي قبل الالتقام الخلوي [24]. من خلال الجمع بين تتبع QD الفردي و FRAP لـ GFP-actin ، تبين أن النقل الرجعي مقترن بمعدل تدفق الأكتين ولا يعتمد على بروتين المحرك. كانت هذه الدراسة من بين أولى الدراسات التي استغلت إمكانيات تتبع QD الفردي ثنائي اللون ، مما أدى إلى استقرار أجهزة erbB1 المتجانسة المرتبطة بـ EGF-QD525 و EGF-QD605 وأثبتت أن التقليل كان شرطًا أساسيًا للنقل العكسي.

رسم خرائط انتشار البروتين وتجميعه

مجموعة أخرى من التقنيات سريعة التطور تتضمن استخدام طرق الارتباط الفلوري. تم استخدام FCS لأول مرة لقياس تفاعلات الربط في المحلول [27]. قام علماء الأحياء الخلوية بتكييف هذه التقنية بسرعة لقياس حالة انتشار البروتين وتجميعه في الخلايا الحية. كأمثلة ، تم استخدام طرق FCS لتحديد حالة تجميع بروتينات الغشاء [28] ، والتفاعلات بين بروتينات الغشاء وشركاء إرسال الإشارات في اتجاه مجرى النهر [29] وقياس العناصر المتكافئة لمجمعات البروتين [30]. يتمثل أحد القيود المتأصلة في FCS في تسجيل القياسات في موضع واحد في الخلية ، والذي تم تحديده في بداية التجربة. تتغلب تقنيات ارتباط الصور على هذا القيد من خلال توفير بيانات حالة الحركة والتجميع جنبًا إلى جنب مع المعلومات المكانية ، وإنشاء خرائط لديناميات البروتين والتفاعلات عبر الخلية [31]. الأهم من ذلك ، يمكن تنفيذ هذه الأساليب الجديدة باستخدام المسح الضوئي القياسي بالليزر متحد البؤر أو مجاهر TIRF المتوفرة على نطاق واسع في المرافق الأساسية الأكاديمية. تم تطبيق طرق ارتباط الصور على مجموعة متنوعة من المشكلات البيولوجية ، مثل قياس تفاعلات الأكتين-إنتغرين عن طريق رسم خرائط السرعة [32] وتحديد حالة تجميع الإنتجرين في منظمة الالتصاق [33]. تم إجراء تحسينات في التقدير الكمي ، مثل الطرق التحليلية الجديدة لحساب جزء البروتينات المتفاعلة من بيانات ICCS ثنائية اللون [34]. توفر مجموعة Wiseman برامج لتحليل البيانات من العديد من تقنيات ICS (http://wiseman-group.mcgill.ca/).

في الآونة الأخيرة ، ظهر تحليل ccRICS و ccN & # x00026B (المربع 1) ​​كطرق جديدة واعدة. كلاهما يعتمد على التألق المتشابك في أزواج ثنائية اللون من الصور التي تم الحصول عليها عن طريق الفحص المجهري المتحد البؤر بالليزر. ديغمان وآخرون استخدموا ccN & # x00026B لتقييم تبادل الالتصاق البؤري كيناز (FAK) والباكيلين والفينكولين ضمن مجمعات التصاق الأرومات الليفية [35]. بناءً على سعة التقلبات المترابطة ، كان من الممكن تحديد قياس العناصر المتكافئة للبروتينات في المجاميع الكبيرة التي انفصلت عن الالتصاقات أثناء تفكيكها. استخدمت هذه المجموعة أيضًا ccRICS لإنشاء خرائط "سطوع" محلية ، تعكس ديناميكيات هذه البروتينات أثناء دخولها أو خروجها من هياكل الالتصاق [36]. كملاحظة ختامية لهذا القسم ، نلاحظ أن محاولات التقاط ديناميكيات FAK و vinculin المرتبطة بـ Pax بواسطة أساليب FRET لم تنجح [36]. من الواضح أن اختيار التقنية التحليلية لقياس تفاعلات بروتينية معينة يجب أن يكون في بعض الأحيان عملية تجربة وخطأ.


مناقشة

تُظهر صور التضاريس وصور خطأ قوة الذروة (الأشكال 5 ب و 6 أ و 6 ب) دقة صورة مماثلة لتلك التي تم الحصول عليها في وضع التنصت ، تعرض القنوات الأخرى تباينًا مثيرًا للاهتمام في البنية التحتية للخلية. تُظهر قناة معامل DMT [مرجع Derjaguin 48] أن الخلايا أكثر ليونة من الركيزة بعدة درجات من حيث الحجم ، كما أن اختلاف الصلابة بين الحواف والأجزاء المركزية للخلايا متباين بدرجة كبيرة (الشكلان 5C و 6C). يتوافق معامل يونغ المتوسط ​​مع الدراسات السابقة على أنواع أخرى من الخلايا [المرجع Cai 33]. تبدو الخلايا أيضًا قابلة للتشوه بسهولة في مركزها ولكن ليس كثيرًا على حوافها (الشكلان 5 د و 6 د). لا ينبغي أن تلعب الركيزة دورًا مهمًا في مثل هذه الاختلافات لأنه حتى في أرفع أجزائها ، يبلغ ارتفاع الخلايا 50 نانومتر على الأقل ، ومن خلال التحكم في قوة الذروة ، يجب ألا يتجاوز عمق المسافة البادئة عُشر نانومتر. يرتبط التبديد - الذي يعكس الطاقة المشتتة بين الطرف والعينة أثناء كل دورة نقر - ارتباطًا وثيقًا بالتضاريس. تظهر بعض التغييرات المحلية على النقيض من الخلايا ، ولكن لوحظت أكثر التباينات اللافتة للنظر على الحواف ، وهو أمر منطقي لأنه في هذا المكان ، يتم زيادة منطقة التلامس بين المسبار والعينة بشكل كبير (الشكلان 5E و 6E). يوضح الشكل 7 أن الخلايا الثابتة والحية تظهر اختلافات كبيرة في التضاريس والمرونة والتشوه. على سبيل المقارنة ، من المحتمل أن تكون التجارب المماثلة التي أجريت في وضع التنصت قد كشفت عن تباين عالي في الطور بين الخلايا والدعم. ومع ذلك ، كان من الممكن أن تكون هذه الصور مساهمة في العديد من الخصائص ، بينما يوفر وضع Peak Force Tapping إمكانية التمييز بين هذه العوامل المختلفة وقياسها. This type of easy, quantitative approach offers new perspectives in many fields of biology, especially cancer research and physiology.


5 Important Types of Microscopes used in Biology (With Diagram)

Some of the most important types of microscopes that used in biology are as follows:

1. Simple microscope 2. Compound microscope 3. Electron microscopes 4. Phase-Contrast microscope 5. Interference microscope.

The simple dissection microscope to advanced electron microscopes finds application in studies of living organisms.

Microscope as the name suggests are instruments that help to enlarge minute (micro = very small) organisms or their parts. A microscope not only presents a magnified view of the object but also ‘resolves’ it better.

Resolution is the feature which makes it possible to differentiate between two points present close together in the objects being viewed. The first microscope was constructed by Anton Van Leeuwenhoek (1632-1723). This, microscope consisted of a single biconvex lens fitted in a small window of a “board” and the object was viewed through it. This was a simple microscope.

After this compound microscope, were developed using combinations of two lenses. Improvements continued, newer and newer’ microscopes were designed and are still being improved.

Different types of microscopes being used in biological studies are the following:

It is the ability of a microscope to show two closely lying points as two distinct points.

It is the ratio of the size of the image to that of the object:

4. Phase-Contrast microscope

5. Interference microscope

1. Simple Microscopes:

Simple/ Dissecting Microscope:

As shown in the figure 6.1, dissecting microscope consists of a biconvex lens which is moved up and down by an adjustment screw to bring the object in sharp focus. The object is placed on the platform and light is focused with the help of a concave mirror fitted below.

In simple microscope, convex lens of short focal length is used to see magnified image of a small object. The object is placed between the optical centre and the focus of a convex lens, its image is virtual, erect and magnified and on the same side as the object. The position of the object is so adjusted that the image is formed at the least distance of distinct vision (D).

Magnifying power (M) of a simple microscope is the ratio of the angle subtended by the image at the eye to the angle subtended by the object seen directly, when both lie at the least distance of distinct vision or the near point.

Where D is the least distance of distinct vision and f is the focal length of the lens.

2. A Compound Microscope:

A compound microscope consists of two set of convex lenses. A lens of short aperture and short focal length facing the object is called objective. Another set of lens of relatively moderate focal length and large aperture facing the eye is called the eye piece. The objective and the eye piece are placed coaxially at the two end of a tube (Fig. 6.2).

The object is placed between the centre of curvature and focus of the objective – it forms real, inverted and magnified image on the other side of the objective. This image acts as an object for the eye piece which then acts as a simple microscope to produce virtual, erect and magnified image.

Magnifying power (M) of a compound microscope will be

Where f0and fه are focal length of objective and eye piece respectively, L is the length a the microscope tube and D is the least distance of distinct vision.

3. The Electron Microscope:

The organelles of the cell became known after the electron microscope was invented. The electron microscope was developed in 1932 by M. Knoll and Ruska in Germany. It consist of a source of supplying, a beam of electron of uniform velocity, a condenser lens for concentrating the electron on the specimen, a specimen stage for displacing the specimen which transmits the electron beam, an objective lens, a projector lens and a fluorescent screen on which final image is observed (fig. 6.3).

For permanent record of the image, the fluorescent screen is replaced by photographic film. This microscope utilizes a stream of high speed electrons which are deflected by an electromagnetic field in the same way as a beam of light is reflected when it crosses a glass lens. There are two types of electron microscope.

(a) Transmission electron microscope (TEM):

This is used to observe fine structure of cells. Ultra thin sections of the object are prepared and they are stained with a heavy metal (gold or palladium) to make certain part dense, and inserted in the vacuum chamber of the microscope. A 100, 00 volt electron beam is focused on the section and manipulated prepared from the image may be enlarged with enough resolution to achieve a total magnification of over 20 million times.

(b) Scanning electron microscope (SEM):

It is used to study the surfaces of the cell and organisms. In this microscope, the image is formed by electrons reflected back from the object. The image formed by this microscope has a remarkable three dimensional appearance. Typically magnification of scanning electron microscope is around 20,000 times.

4. Phase-Contrast microscope:

This is used to study the behavior of living cells, observe the nuclear and cytoplasmic changes taking place during mitosis and the effect of different chemicals inside the living cells. By using the phase-contrast microscope, an image of strong contrast of the object is obtained (fig. 6.4).

It is a contrast-enhancing optical technique that can be utilized to produce high-contrast images of transparent specimens, such as living cells (usually in culture), microorganisms, thin tissue slices, fibers, glass fragments, and sub-cellular particles (including nuclei and other organelles). In effect, the phase contrast technique employs an optical mechanism to translate minute variations in phase into corresponding changes in amplitude, which can be visualized as differences in image contrast.

One of the major advantages of phase contrast microscopy is that living cells can be examined in their natural state without previously being killed, fixed, and stained. As a result, the dynamics of ongoing biological processes can be observed and recorded in high contrast with sharp clarity of minute specimen detail.

5. Interference microscope:

Interference microscope is used for quantitative studies of macromolecules of the cell components, for example it is used for determination of lipid, nucleic acids and protein contents of the cell. Interferometry is a traditional technique in which a pattern of bright and dark lines (fringes) result from an optical path difference between a reference and a sample beam.

The incoming light is split inside an interferometer, one beam going to an internal reference surface and the other to the sample. After reflection, the beams recombine inside the interferometer, undergoing constructive and destructive interference and producing the light and dark fringe pattern.

A precision translation stage and a CCD camera together generate a 3D interferogram of the object that is stored in the computer memory. This 3D interferogram of the object is then transformed by frequency domain analysis into a quantitative 3D image providing surface structure analysis (fig. 6.5).


Entire Fruit Fly Brain Imaged with Electron Microscopy

Ashley Yeager
May 31, 2017

A database of electron microscopy images reveals the connections of the entire female fruit fly brain. In this image, types of Kenyon cells (KC) in the mushroom body main calyx are labeled by color: &alpha&betac-KCs are green, &alpha&betas-KCs are yellowish brown, and gamma-KCs are blue. The white arrows point to visible presynaptic release sites. ZHENG ET AL. 2017 A 21-million-image dataset of the female fruit fly brain is offering an unprecedented view of the cells and their connections that underlie the animal&rsquos behavior. The full-brain survey, taken by electron microscopy, allowed researchers to describe all of the neural inputs into a region of the fly&rsquos brain linked to learning, examine how tightly neurons are clustered in the area, and identify a new cell type.

&ldquoThis is the biggest whole brain imaged at high resolution,&rdquo Davi Bock of the Janelia Research Campus in Ashburn, VA, tells العالم. He and.

Past studies have produced electron microscopy images with resolution high enough to reveal the wiring of the entire brain of smaller organisms, such as a nematode or a fruit fly larva, or sections from larger animals, including parts of the fly brain or a cat’s thalamus. Imaging the complete fruit fly brain “is nearly two orders of magnitude larger than the next-largest complete brain imaged at sufficient resolution to trace synaptic connectivity,” Bock and colleagues wrote in their report.

The fruit fly brain has a three-dimensional volume of 8 x 10 7 cubic micrometers. Imaging it at nanometer resolution is “like studying the sky with a straw,” Bock says. “You have to move the straw around to get the whole picture.”

He and colleagues used a specialized microscope called a TEMCA2, which was raised up higher off of the floor so it projected a larger image. The researchers then set up an array of cameras to capture the images projected from the microscope. With more cameras and robotics, which automated sample handling and the image acquisition process, the system moved through slices of fly brain much more quickly than previous set-ups.

Ian Meinertzhagen of Dalhousie University in Halifax, Nova Scotia, wrote in an email to العالم that this work “fulfills the long-held ambition to catalogue the comprehensive networks of identified neurons in the fruit fly’s brain.” It is still “a very major task [but] it is comprehensive, because no cell can hide out in the brain undetected, as has always been the case in previous approaches,” he said. “It is enabling, providing the basis to analyze the function of identified neurons within that network, and in particular enabling us to identify the contribution each neuron makes to the fly’s behavior.”

In the paper, the team used a subset of the images to describe the synaptic connections of the fly’s mushroom body, an area known for its role in learning. By studying the complete set of olfactory inputs to the mushroom body they identified a new type of neuronal cell. Unlike other olfactory neurons, this new cell type, called MB-CP2, receives inputs from other regions of the fly brain, including compartments in the protocerebrum, which harbors projections from the eyes and other organs.

Ryuta Mizutani of Tokai University in Tokyo explains that the MB-CP2 neurons may have been missed in previous studies because, in light microscopy, where the mushroom body has been studied extensively, only a certain group of neurons are labeled and visualized using fluorescent probes. In the new study, the fly brain was stained completely with uranium and lead, and the authors’ analysis seems to hit the missed neurons, he says, although more studies are needed to determine their function.

Bock’s group also found that neurons linked to the fly’s sense of smell were clustered more tightly in the calyx of the mushroom body than observed in previous imaging projects. This raises questions about whether these neurons cluster differently in individual flies, the team suggests.

The next step, Mizutani says, is the complete analysis of the whole fly brain. “If we can accelerate this painstaking task with a computer algorithm, such as automated intelligence, the complete analysis becomes realistic,” he said. The promise, he noted, is applying this study to mammalian brains, especially to humans. “Our brain is huge compared to the fly brain,” Mizutani said. “The application to a larger brain must be a big challenge.”

Z. Zheng et al., “A complete electron microscopy volume of the brain of adult Drosophila melanogaster,” bioRxiv, doi:10.1101/140905, 2017.


A new ‘DNA microscope’ peers deep inside living cells

Y ou could probably find a few biologists who are diehard protein partisans, and others who love lipids, but if a genie granted them one wish for what they could see inside living cells, most would pick DNA.

Joshua Weinstein of the Broad Institute of MIT and Harvard spent the last six years almost singlehandedly working to fulfill that wish, and on Thursday he unveiled the result: a “DNA microscope” that shows not only the locations of DNA (and its cousin, RNA) in a cell but also the precise nucleotide-by-nucleotide identity of each molecule.

Each dot represents a cell, with colors indicating what DNA sequences they contain. Broad Institute of MIT and Harvard

The innovation, described in Cell, uses customized sequences of DNA about 30 nucleotides long, deposited into cells, to tag every DNA and RNA molecule in them. The tags latch onto the genetic material and then make hundreds of copies of the molecules. The copies collide and undergo chemical reactions, producing new paired nucleotide sequences. A DNA sequencer decodes these sequences. Finally, a computer algorithm reconstructs the molecules’ original locations in the cells along with its nucleotide sequence.

Electron microscopes, too, can see DNA in cells, and DNA sequencers can determine the A’s, T’s, C’s, and G’s (nucleotides) it’s made of. But the DNA microscope is the first instrument that simultaneously reveals both — where an RNA or DNA molecule is, down to individual cells, and what its sequence is — all without specialized equipment. (DNA sequencers have become so common in biology labs they don’t count as “specialized” anymore.)

Optical imaging of cells, with fluorescent labels. Broad Institute of MIT and Harvard

The DNA microscope can see other molecules inside cells thanks to the fortuitous fact that DNA can label, or attach to, those other molecules. DNA microscopy can therefore determine the location and identity of antibodies, receptors, molecules on a tumor cell that immune cells attack, and more. Weinstein has so far used it to image human cancer cell lines and plans to apply the technology to tumors and the immune cells that infiltrate them, he said, which might one day guide immunotherapy.

DNA microscope image of the same cells, showing genetic material. Broad Institute of MIT and Harvard

Almost unheard of in this era of collaborations that are often larger than a soccer team, Weinstein, a postdoctoral fellow, worked virtually alone at the lab bench, advised by the Broad’s Aviv Regev and Feng Zhang. The Broad has applied for a patent on the invention.


شاهد الفيديو: أشياء لا تريد رؤيتها تحت المجهر (قد 2022).


تعليقات:

  1. Maugore

    هل تعلم ما كتب؟

  2. Zulutaxe

    هم مخطئون. I propose to discuss it.

  3. Malmaran

    بقدر ضرورة.

  4. Faujora

    أعتقد أنك سوف تسمح للخطأ. اكتب لي في رئيس الوزراء ، سنتحدث.

  5. Kazrataxe

    أنا آسف ، لكن أعتقد أنك مخطئ. أنا متأكد. يمكنني إثبات ذلك. أرسل لي بريدًا إلكترونيًا في PM ، سنتحدث.

  6. Dull

    ها !!! بارد !!!!

  7. Jorrell

    نعم ، أخبار الإنترنت وانتشرت مع قوة كبار.



اكتب رسالة