معلومة

8: تبادل لاطلاق النار علم التشريح والتشكيل - علم الأحياء

8: تبادل لاطلاق النار علم التشريح والتشكيل - علم الأحياء


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

8: تبادل لاطلاق النار علم التشريح والتشكيل

مورفولوجيا وتشريح نظم الإطلاق والجذر والانتشار في Hoffmannseggia glauca

الملخص: Hoffmannseggia glauca هو عشب معمر يحتوي على درنات وبراعم جذورها. ينظر بعض المؤلفين فقط إلى الدرنات الجذرية دون ذكر البراعم التي تحملها الجذور ، بينما يرى آخرون أن المزيد من الدراسات التشريحية أصبحت ضرورية لتحديد أصل هذه الهياكل وتفسير سلوكها. الأهداف هي: دراسة شكل نمو النبات من أجل تحليل نشوء أعضاء التكاثر ، ودراسة الخصائص التشريحية للفروق والجذور التي تؤثر على توصيل الماء. Hoffmannseggia glauca تم جمعها في الأرجنتين. وقد لوحظ تطوير نظام الفروع والجذور. تمت معالجة الفسائل والجذور للحصول على شرائح نسيجية. تم إعداد Macerations لدراسة أعضاء السفينة. الجذور الأولية والجذور الجانبية تنشأ براعم تنمو براعم في نهاية السنة الأولى. في فصل الشتاء ، تموت الأجزاء الهوائية ولا يتبقى سوى البراعم الكامنة على مستوى سطح التربة والأعضاء الجوفية. في الربيع التالي ، يطورون براعم الابتكار. تظهر الجذور انتفاخات موضعية (جذور درنية) ، بسبب الزيادة الواضحة في سمك الشعاع والتكاثر المتني في مركز الجذر. أعضاء السفينة الجذرية أعرض من تلك الموجودة في البراعم الجوية والجوفية. التطوير المبكر لنظام الجذر الشامل ، وجود براعم محمولة بالجذور ، التخصص التشريحي والفسيولوجي للبراعم المبتكرة ، قدرة الأشعة المتنيّة على تكوين البراعم والجذور الدرنية ، وكفاءة عالية في نقل المياه في الأعضاء الجوفية. Hoffmannseggia glauca لعرض إمكانات استعمار أعلى من الأنواع الأخرى.


تبادل لاطلاق النار التشريح والتشكيل

يناقش هذا الفصل تشريح وتشكل فسائل نبات الصبار ، مع التركيز بشكل أساسي على خصائصه الخلوية وخصائصه الميكانيكية الحيوية. يتكون التصوير من عقد داخلية ، وعقد حيث يتم تثبيت الأوراق ، وبراعم إبطية (الهالات المنتجة للعمود الفقري). حراشف البراعم وأوراق البراعم الإبطية هي أشواك الصبار المميزة. ترجع قدرة الصبار على التكيف مع الظروف الجافة إلى زيادة أنسجة تخزين المياه ، خاصة في القشرة والخشب ، والجلد السميك ، ووجود اللحمة. تؤدي الأنسجة الأساسية ، القشرة واللب ، وظيفتين مهمتين تتعلقان بالتكيفات الجافة: التمثيل الضوئي وتخزين المياه.

تتطلب California Scholarship Online اشتراكًا أو شراءًا للوصول إلى النص الكامل للكتب داخل الخدمة. ومع ذلك ، يمكن للمستخدمين العموميين البحث في الموقع بحرية وعرض الملخصات والكلمات الرئيسية لكل كتاب وفصل.

من فضلك ، اشترك أو تسجيل الدخول للوصول إلى محتوى النص الكامل.

إذا كنت تعتقد أنه يجب أن يكون لديك حق الوصول إلى هذا العنوان ، فيرجى الاتصال بأمين المكتبة.

لاستكشاف الأخطاء وإصلاحها ، يرجى مراجعة الأسئلة الشائعة ، وإذا لم تتمكن من العثور على الإجابة هناك ، فيرجى الاتصال بنا.


ليكوبوديوم: العادة والموئل والصرف

في هذه المقالة سوف نناقش حول: - 1. عادة وموئل Lycopodium 2. التشكل الخارجي لليكوبوديوم 3. الهيكل الداخلي 4. الاستنساخ 5. الطبيعة المورفولوجية للبروتوكورم 6. الأهمية الاقتصادية 7. أنماط دورة الحياة.

العادة والموئل من Lycopodium:

يُعرف Lycopodium بشكل شائع باسم & # 8216club moss & # 8217 نظرًا لمظهره الطحلبي وشكله الملتهب. لديها حوالي 400 نوع ، والتي هي عالمية في التوزيع. توجد في منطقة القطب الشمالي الباردة وكذلك في المناطق المعتدلة والاستوائية وشبه الاستوائية ولكنها توجد بكثرة في المناطق الاستوائية.

تم الإبلاغ عن ثلاثة وثلاثين نوعًا من Lycopodium من الهند. يوجد في الغالب ينمو في الأماكن الرطبة والمظللة الغنية بالدبال والمواد العضوية الأخرى. بعض الأنواع الشائعة هي L. clavatum و L. phlegmaria و L. cernuum وما إلى ذلك.

يحتوي على نوعين فرعيين:

(ط) Urostachya - المتفرعة ثنائية التفرع والجذور تنشأ من قاعدة الساق.

(2) Rhopalostachya - ساق السجود مع التفرع المنتصب والجذور تنشأ عرضياً من على طول الساق.

معظم الأنواع الاستوائية نباتية (على سبيل المثال ، L. phlegmaria) وتنمو متدلية من جذوع الأشجار. قد تكون الأنواع المعتدلة منتصبة وشجيرة (على سبيل المثال ، L. reflexum) ، أو زاحفة (على سبيل المثال ، L clavatum) أو في شكل منتصب (على سبيل المثال ، L. cernuum) إلخ.

مورفولوجيا Lycopodium الخارجية:

جسم النبات العشبي هو sporophytic. عادة قد يكون لديهم إما ساق سجود مع فروع مورقة منتصبة أو ساق معلقة ضعيفة (نبات مشاشية).

يتم تمييز جسم النبات بشكل واضح إلى ثلاث مناطق (الشكل 1 أ-ج):

في الجنس الفرعي Urostachya يكون الجذع منتصبًا (أرضيًا) أو معلقًا (نبات مشاشية) وقد يكون متفرعًا (ثنائي التفرع) أو غير متفرع. في النوع الفرعي Rhopalostachya ، يكون الساق سجودًا مع فروع منتصبة. أولاً ، يكون التفرع ثنائي التفرع ثم يصبح لاحقًا أحاديًا.

عادة ما تكون الجذور الصغيرة العرضية موجودة. في النوع الفرعي ، تنشأ جذور Urostachya فقط من قاعدة الساق (لا تنشأ من طول الساق بالكامل). في بعض الأنواع ، على سبيل المثال ، L. selago وما إلى ذلك ، تنشأ الجذور داخليًا من الفلك المحيط بالساق ، ولا تخترق قشرة الساق ولكنها تنحرف إلى أسفل من خلال القشرة وتخرج أخيرًا فقط عند قاعدة الساق.

لهذا السبب يظهر T. S. للساق عادةً جذورًا داخل القشرة وتعرف بالجذور القشرية (الجذور الداخلية). في النوع الفرعي Rhopalostachya ، تكون الجذور أيضًا عرضية وتنشأ على طول الجانب السفلي من الجزء السفلي من الساق.

الأوراق بسيطة ، لاطئة ، صغيرة الحجم ، مؤهلة وتمتلك طبقة وسطى واحدة غير متفرعة وتعرف باسم microphylls. عادة ما تكون الأوراق مرتبة حلزونيا (على سبيل المثال ، L. clavatum) ولكن يمكن ترتيبها في زهور (على سبيل المثال ، L. cernuum) أو أزواج (على سبيل المثال ، L. alpinum).

في جميع الحالات ، يقومون بتغطية سطح الساق بشكل مكثف. عادة ما تكون الأوراق متجانسة الشكل (متساوية الشكل) أي بنفس الحجم والشكل ولكن في بعض الحالات على سبيل المثال ، في L.

عادة ما تحمل الأوراق بالقرب من الجزء القمي من الفروع sporangia وتسمى sporophylls. اعتمادًا على الأنواع ، قد يتم أو لا يمكن تمييز sporophylls عن الأوراق العادية.

عادة ما تشكل هذه السبوروفيل بنية مكثفة في قمة الفروع المعروفة باسم ستروبيلي. تختلف أعداد الستروبيلي عند طرف الفروع باختلاف الأنواع.

التركيب الداخلي لليكوبوديوم:

المقطع العرضي (T.S.) من جذع Lycopodium دائري نوعًا ما في مخطط تفصيلي ويمكن تمييزه إلى ثلاث مناطق التالية:

إنها طبقة الغطاء الخارجية التي تتكون من خلية مفردة بسمك. يتم تقطيع البشرة على الجانب الخارجي وتقطع في بعض الأماكن بسبب وجود الثغور.

يوجد داخل البشرة منطقة واسعة من القشرة التي تظهر تباينًا كبيرًا في هيكلها في الأنواع المختلفة.

عادة ما يتم التعرف على أربعة أنواع من القشرة المخية:

(ط) تتكون القشرة بأكملها من خلايا متني بها فراغات صغيرة أو كبيرة بين الخلايا (على سبيل المثال ، L. selago). تسمى هذه القشرة متجانسة.

(2) تتكون القشرة بأكملها من خلايا صلبة ، بدون فراغات بين الخلايا.

(3) يتم تمييز القشرة إلى خلايا صلبة خارجية وداخلية وخلايا متني متوسطة (على سبيل المثال ، L. clavatum ، الشكل 2 أ).

(4) يتم تمييز القشرة إلى خلايا متني خارجية وداخلية وخلايا صلبة متوسطة (على سبيل المثال ، L. cernuum الشكل 2. ب).

توجد بجانب القشرة طبقة واحدة من الخلايا المحددة جيدًا تُعرف باسم الأديم الباطن مع شرائط كاسباريان واضحة ولكن عند النضج قد تكون الأديم الباطن بنية مميزة وقد لا تكون كذلك. يتبع الجلد الداخلي دورة محيطية تتكون من طبقة واحدة أو أكثر من الخلايا المتنيّة المرتبة بشكل مضغوط.

يتكون من نسيج الخشب الأساسي واللحاء الأساسي فقط. وهي عبارة عن نصب أولي ، أي أن اللب غائب ويقع الشاهدة في المركز. يختلف ترتيب أنسجة النسيج الخشبي واللحاء باختلاف الأنواع ويتم أيضًا تسمية الشاهدة بشكل مختلف.

في حالة L. serratum و L. phlegmaria وما إلى ذلك ، يكون النسيج الخشبي على شكل نجمة مع بروتوكسيلم يقع في المحيط (البروتوكسيلم exarch الشكل 3 أ). في L. annotinum في الأكتينوستيل ، تكون الأخاديد في النسيج الخشبي أكثر بكثير وتظهر ترتيبًا نجميًا (الشكل 3 ب).

يكمن اللحاء في الفراغ بين أشعة نسيج الخشب. يُعرف هذا النوع من الشاهدة باسم الأكتينوستيلي. في حالة L. clavatum. يبدو أن الخشب القابل للذوبان الخ. على شكل ألواح منفصلة مرتبة بشكل متوازي إلى حد ما ، مع وجود لحاء بينهما.

يُعرف هذا النوع من الشاهدة باسم plectostele (الشكل 2 أ ، 3 ج). في حالة L. cernuum ، يتم توزيع L. drummondii وما إلى ذلك نسيج الخشب واللحاء بشكل موحد ، أي أنه يبدو كما لو كانت خيوط نسيج الخشب مدمجة في اللحاء. يُعرف هذا النوع من الشاهدة باسم أولي مختلط (الشكل 2 ب ، 3 د).

عادة ما يكون البروتوكسيلم هو exarch في جميع الحالات. يتكون نسيج الخشب عادة من القصبات الهوائية ولحاء الأنابيب الغربالية وحمة اللحاء. الكامبيوم غائب وبالتالي لا يوجد نمو ثانوي ، أي عدم تكوين نسيج الخشب الثانوي واللحاء الثانوي.

الجذور عرضية.

المقطع العرضي (T.S.) للجذر الجوي لـ Lycopodium دائري إلى حد ما في المخطط ويظهر الهيكل الداخلي التالي:

إنها طبقة الغطاء الخارجية ولا يزيد سمكها عن خلية واحدة. الخلايا رقيقة الجدران. يتم تزويد البشرة بالعديد من شعيرات الجذر الموجودة في أزواج (خاصية ليكوبوديوم).

يوجد أسفل البشرة منطقة واسعة من القشرة. يتم تفريقها إلى صلبة خارجية وحمة داخلية. يعطي الجزء الخارجي القوة الميكانيكية للجذر.

قد يكون ثنائي أو رباعي أو بوليارك. في أنواع السجود ، يكون البوليارك ، أي يحتوي على 6-10 ألواح من الخشب مرتبة شعاعياً (على شكل نجمة). نسيج الخشب هو exarch. اللحاء موجود بين الذراعين المشعة للخشب. في الأنواع المنتصبة أو المعلقة تكون الشاهدة عبارة عن diarch أو tetrarch. في L.selago ، L. serratum هو diarch و xylem على شكل C أو U أو على شكل هلال. اللحاء موجود بين طرفي نسيج الخشب ، في مجموعة واحدة فقط.

تتشابه الجذور القشرية تمامًا في بنيتها الداخلية مع تلك الموجودة في الجذور الهوائية ، فيما عدا أن البشرة وشعر الجذر غائبان.

يتكون نسيج الخشب من القصبة الهوائية واللحاء من الأنابيب الغربالية وحمة اللحاء. الأديم الباطن والدراجة الهوائية هي بنية غير واضحة عند النضج. Pith و cambium غائبة.

يظهر T. S. للورقة البشرة ونسيج الوسطي وحزمة الأوعية الدموية المتوسطة:

إنها الطبقة الخارجية المحيطة وهي عبارة عن خلية واحدة فقط في السماكة. تكون خلايا البشرة متنيّة ومُقطَّعة على جانبها الخارجي. تنقطع البشرة أيضًا بسبب وجود الثغور. في الأنواع المتجانسة (isophyllous) ، توجد الثغور على البشرة الخارجية والداخلية (amphistomatic) ولكن في الأنواع غير المتجانسة (anisophyllous) ، تكون الثغور في الغالب مقيدة في الطبقة السفلية من البشرة (hypostomatic).

تحتل مساحة واسعة بين البشرة وحزمة الأوعية الدموية. عادة ما تتكون من خلايا خضرنة رقيقة الجدران والتي قد تكون مع أو بدون فراغات بين الخلايا.

يوجد في وسط الورقة حزمة وعائية واحدة متحدة المركز تتكون من نسيج الخشب واللحاء فقط. حزمة الأوعية الدموية محاطة من جميع الجوانب بغمد متصلب.

التكاثر في ليكوبوديوم:

يتكاثر الليكوبوديوم بطريقتين نباتيًا وعن طريق الجراثيم.

1. التكاثر الخضري:

يتم ذلك بالطرق التالية:

في عدد قليل من الأنواع مثل L. selago و L. lucidulum وما إلى ذلك ، يتم إنتاج بعض البراعم مثل الهياكل المعروفة باسم gemmae أو البصيلات بأعداد كبيرة على أطراف جذعية جديدة سنويًا. لا تزال الطبيعة المورفولوجية للأحجار الكريمة غير معروفة بالكامل. عند السقوط على الأرض ، تتطور الجوهرة الجذرية وتشكل الجذر قريبًا.

(ثانيا) الموت والانهيار:

تتكاثر الأنواع ذات الساق الزاحفة بشكل نباتي بموت وتعفن الأجزاء القديمة من الساق حتى نقطة التفرع. هذا يفصل بين الفروع التي تنمو فيما بعد بشكل مستقل.

(ثالثا) براعم الراحة:

في L. inundatum ، يموت جسم النبات بالكامل باستثناء الجزء المتنامي من جذمور خلال فصل الشتاء. يعمل هذا الجزء الطرفي من الجذمور بمثابة برعم الراحة الذي يستأنف النمو في الربيع القادم ويتطور إلى نبات جديد.

(رابعا) تجزئة:

في عدة أنواع نباتية ، يمكن أن تؤدي أجزاء من الجسم النباتي إلى ظهور نباتات جديدة.

2. التكاثر الجنسي:

أجهزة إنتاج البوغ:

Lycopodium هو نبات بوغي ويتكاثر جنسيا. النباتات متجانسة أي تنتج نوعًا واحدًا فقط من الجراثيم (بدون تمايز بين الشركات الضخمة والميكروسبورات). يتم إنتاج هذه الجراثيم في sporangia والتي بدورها يتم إنتاجها على أوراق خصبة تعرف باسم sporophylls. عادة ما يتم تجميع sporophylls معًا لتشكيل هيكل مضغوط يعرف باسم strobili (Sing. strobilus) وهي هياكل طرفية (الشكل 1 أ).

ستروبيلوس (الجهاز التناسلي):

في الأنواع البدائية من الجنس الفرعي Urostachya ، كل ورقة على النبات هي sporophyll أو على الأقل من المحتمل أن تتناوب المناطق الخصبة والعقيمة. يتم ترتيب sporophylls بشكل فضفاض. في أنواع Rhopalostachya وفي بعض أنواع Urostachya ، تحمل أوراق الجزء القمي من الفروع فقط sporangia وتسمى sporophylls. البقية تتصرف كأوراق نباتية.

قد تكون sporophylls من نفس الحجم أو ذات حجم مختلف عن أوراق الشجر في الأنواع المختلفة. ترتيب sporophylls هو نفسه على المحور المركزي كتلك الخاصة بالأوراق النباتية على الجذع ، أي ، حلزوني ، مزور أو decussate إلخ.

يختلف موقع sporangium أيضًا في الأنواع المختلفة. قد يكون sporangia إبطيًا ومحميًا بمساعدة sporophylls (على سبيل المثال ، L. inundatum الشكل 7 أ) أو ورقيًا ومحميًا (على سبيل المثال ، L. .7 ج) أو إبطي ومكشوف (على سبيل المثال ، L. lucidulum ، الشكل 7 د).

يُظهر المقطع الطولي (L.S.) للستروبيلوس وجود محور ستروبيلوس في المركز. على جانبي محور ستروبيلوس توجد سبوروفيلس (الشكل 8 أ). كل sporophyll يحمل sporangium واحد فقط (الشكل 8 ب). جميع sporangia متشابهة في الهيكل ويتم ترتيبها بشكل متقن في ستروبيلوس ، أي أصغرها في الأعلى (الشكل 8 ج).

هيكل Sporangium:

Sporangia هي هياكل تشبه الكيس ولكنها عادة ما تكون على شكل الكلى (الشكل 8 ب). في بعض الأحيان تكون شبه كروية في المظهر. لونها يختلف من البرتقالي إلى الأصفر. يتكون كل سبورانجيوم من ساق قاعدي قصير ضخم ، أي ، سطحي ، مع جسم كروي علوي أحادي العين يحتوي على العديد من الأبواغ.

يتكون جسم sporangium من 3 طبقات أو أكثر من الجدار المحيط بالتجويف. تسمى الطبقة الداخلية لجدار sporangium باسم tapetum (الشكل 9 F) وهي مادة مغذية بطبيعتها وتستمر حتى النضج.

في sporangium الصغير الموجود داخل الجدار توجد كتلة من الخلايا البوغية التي تشكل في الوقت المناسب من التطور خلايا أم بوغية تنتج عن طريق الانقسامات الانقسامية ، رباعي الصبغيات الفردية من الأبواغ. الجراثيم عند النضج منفصلة عن بعضها البعض.

يتم تزويد جدار sporangium بشريط عرضي من الخلايا يعرف باسم stomium حيث ينقسم sporangium عند النضج إلى صمامين وتنتشر الجراثيم بعيدًا في الهواء.

الجراثيم التي تنتجها sporangium كلها متشابهة (مثلي الجنس). إنها هياكل صغيرة مستديرة أو حتى كروية. عادة ما يكون سطح الجراثيم خشنًا بسبب وجود نتوءات شبكية أو نتوءات تشبه المقبض. يتم تزويد كل بوغ بحافة ثلاثية (الشكل 8 ، D ، E) ولونها أصفر إلى حد ما. قد تكون أو لا توجد كمية صغيرة من الكلوروفيل في الجراثيم. الغذاء الاحتياطي يكون على شكل زيت في الجراثيم.

تطوير sporangium وتشكيل الجراثيم. درس باور (1894) تطور سبورانجيوم في ليكوبوديوم. يتطور sporangium من مجموعة صغيرة من الخلايا السطحية مرتبة في صف عرضي على الجانب المحوري من sporophyll بالقرب من القاعدة.

تطورها من نوع eusporangiate. تسمى هذه الخلايا السطحية بالأحرف الأولى sporangial (الشكل 9 أ ، ب). تنقسم هذه الخلايا عن طريق الانقسامات المحيطية لتشكل طبقة خارجية وداخلية من الخلايا. تنقسم الخلايا الخارجية بشكل محيطي وعكسي لتشكل ثلاثة جدران سميكة خلوية من sporangium (الشكل 9A-F).

تنقسم الطبقة الداخلية أو الخلايا العضلية في جميع الاتجاهات لتشكل مجموعة من الخلايا تعرف باسم الأنسجة البوغية والتي تؤدي في النهاية إلى ظهور الخلايا الأم البوغية. خلال هذه التطورات ، يتم تمييز الطبقة الداخلية من الجدار كطبقة مغذية وتُعرف باسم tapetum. إنه هيكل ثابت وغني بالمواد الغذائية الاحتياطية.

تخضع كل خلية أم بوغية لعملية الانقسام الاختزالي ، مما ينتج عنه رباعي الجراثيم (أحادية العدد) بترتيب رباعي السطوح. تنفصل هذه الجراثيم لاحقًا عن الرباعي ، ونتيجة لذلك ، يتم إنتاج عدد كبير من الجراثيم داخل كل سبورانجيوم ناضج.

تفكك sporangium وتحرير الجراثيم. عندما يقترب sporangium من النضج ، يتم تمييز صف عرضي من الخلايا بالقرب من الجزء القمي من جدار sporangium المعروف باسم stomium.

تتكاثف جدران خلية الثغور وتختلف عن جدران الخلايا الأخرى للسبورانجيوم. عندما يفقد sporangium الماء ، فإنه يخلق ضغطًا على الحائط مما يؤدي إلى ظهور شق في الثغور نتيجة لذلك ينقسم الجدار إلى نصفين وتنتشر الجراثيم بواسطة تيار الهواء.

الجيل المشيجي:

يتم تطوير الطور المشيجي (البروتالوس) من الأبواغ أحادية الصيغة الصبغية التي هي وحدة توليد المشيمة. كل بوغ عبارة عن هيكل أحادي الخلية غير نووي ، قطره 0.03 مم ومحاطة بطبقتين ، مع حافة ثلاثية على السطح (الشكل 8 د ، هـ).

قد يكون الكلوروفيل موجودًا وقد لا يكون موجودًا في أنواع مختلفة. في عدد قليل من الأنواع قد تنبت الأبواغ في غضون أيام قليلة بعد التحرير ولكن في بعض الأنواع ، تنبت الأبواغ عندما تبلغ من العمر 3-8 سنوات وقد يستغرق تطور الطور المشيجي حتى تكوين الأعضاء الجنسية الناضجة وقتًا من 8 أشهر إلى 6 أو حتى 15 سنوات.

عادة ما يكون معدل تكوين النسيج الضوئي متناسبًا مع معدل نمو الطور المشيجي. يتم إنتاج كل من الأعضاء التناسلية الذكرية والأنثوية على نفس الطور المشيجي. يتم إنتاج الأعضاء التناسلية الذكرية في وقت أبكر من الأعضاء التناسلية الأنثوية.

عادة في وقت إنبات البوغ ، تتضخم لامتصاص الماء. أولاً ، ينقسم البوغ إلى خليتين غير متساويتين عن طريق انقسام عدسي ، مكونًا خلية صغيرة جدًا على شكل عدسة تعرف باسم الخلية الجذرية وخلية أكبر (الشكل 10 أ ، ب).

لا تأخذ هذه الخلية الجذرية أي دور في تطوير المشيمة وهي بنية عديمة اللون. في هذه المرحلة المكونة من خليتين ، سيتمزق البوغ عند الحافة الثلاثية. يقسم الانقسام الثاني الخلية الأكبر إلى نصفين متساويين ، تُعرف الخلية القريبة من الخلية الجذرية بالخلية القاعدية وتعرف الأخرى بالخلية العلوية (الشكل 10 ج).

تنقسم الخلية العلوية إلى قسمين متتاليين بطريقة تشكل خلية قمية ذات وجهين مقطوعين (الشكل 10 د). في هذه المرحلة ، يتكون الطور المشيجي من 5 تراكيب خلوية ويهاجمها الفطريات الفطرية التكافلية (الفطريات الفطرية).

إذا فشلت هذه الفطريات في الهجوم في هذه المرحلة ، فإن المزيد من تطوير الطور المشيجي يتوقف. تحدث هذه العدوى من خلال الخلية القاعدية. خلال المسار الإضافي لتطور المشيمة ، تنقسم الخلية القمية لتشكل ست أو أكثر من الخلايا التي تتطور لاحقًا إلى خلايا مرستيمية. تشكل هذه الخلايا ، من خلال المزيد من الانقسامات ، بنية متعددة الخلايا ، المشيمة (بروتالوس) (الشكل 10 E-H).

هيكل الطور المشيجي الناضج:

يختلف شكل وهيكل المشيجيات اختلافًا كبيرًا في الأنواع المختلفة.

بشكل عام تم تجميعها تحت ثلاث فئات:

النوع الأول أو نوع Cernuum:

المشيمية جزئية جوية وجزئية في التربة. يبلغ ارتفاع البروتالي عادة من 2 إلى 3 مليمترات وقطرها من 1 إلى 2 مليمتر. تنمو المشيجات (prothalli) على سطح الأرض وتتكون من جزء قاعدي عديم اللون مدفون في التربة وجزء هوائي أخضر سمين واضح به فصوص (الشكل 11 أ).

تتطور الأعضاء التناسلية بين الفصوص المتوسعة الخضراء. البروتالوس نفسه هو جسم مغذي. يحتوي الجزء الموجود تحت الأرض على فطر داخلي مثل L. cernuum و L. inundatum إلخ.

النوع الثاني أو نوع كلافاتوم:

الطور المشيجي بالكامل تحت الأرض ورطب تمامًا ، أي بنية غير خضراء. إنه درني وبدون فصوص. قد يكون طويلًا أو عريضًا من واحد إلى اثنين سنتمتر ويكون ذو شكل علوي أو مخروطي الشكل أو قرصي الشكل (الشكل 11 ب ، ج). الفطريات endophytic موجودة. تتشكل الأعضاء التناسلية على السطح العلوي ، على سبيل المثال. L. annotinum ، و L. complanatum ، و L. clavatum ، إلخ.

النوع الثالث أو النوع البلغماري:

الطور المشيجي تحت الأرض ، ورمّي وعديم اللون. يظهر هذا النوع من البروتالوس في L. phlegmaria وأنواع أخرى من نبات المشاشية. يبلغ قطر البروتالوس حوالي 2 مليمتر ومتفرعة بشكل أحادي (الشكل 11 د). تُحمل الأعضاء التناسلية على السطح العلوي للفروع الكبيرة وتتخللها خيوط رفيعة تُعرف باسم paraphyses.

إلى جانب هذه الأشكال الثلاثة ، لوحظت أيضًا بعض الأشكال الوسيطة للبروتالي. في L. selago ، قد يكون البروتالي تحت الأرض أو البحر الأبيض المتوسط ​​(جوي). إذا دفنت الجراثيم تحت التربة بعد التحرير ، فإنها تشكل بروتالي تحت الأرض وإذا لم يتم دفن الجراثيم تحت التربة بعد تحريرها ، فإنها تشكل بروتالي البحر الأبيض المتوسط.

الهيكل الداخلي للبروتالوس بسيط للغاية. الطبقة الخارجية هي البشرة ، تليها منطقة الفطريات القشرية ومنطقة الحاجز ومنطقة التخزين المركزية. يتم إرفاقه بالطبقة التحتية بواسطة جذور وحيدة الخلية. البروتالي من جميع الأنواع أحادي المسكن ، أي أنثيريديا وأركونيا تتطور على نفس البروتالوس.

تطور الأعضاء التناسلية:

تتطور كل من الأعضاء التناسلية ، مثل antheridia (ذكور) و archegonia (أنثى) على نفس البروتال ، عادةً في بقع مميزة على السطح العلوي. المشيجات هي بروز ، أي تتطور antheridia قبل archegonia. تتطور الأعضاء التناسلية فقط على الجزء الخلفي من النسيج الإنشائي القمي.

تطوير الأنثيريديوم:

تؤدي خلية سطحية واحدة تقع بعيدًا عن الخلايا الإنشائية إلى ظهور الأنثيريديوم. تُعرف هذه الخلية السطحية بالخلية الأولية antheridial (الشكل 12 أ). تنقسم هذه الخلية بشكل محيطي لتشكيل خلية خارجية تعرف باسم الغلاف الأولي (خلية جدار أولية) وخلية داخلية تُعرف بالخلية الأولية أو الخلوية الأندروجينية الأولية (الشكل 12 ب).

ينقسم الغلاف المبدئي للغطاء فقط بشكل معاكس من خلال عدة أقسام مما يؤدي إلى تكوين طبقة أحادية الطبقة تُعرف باسم طبقة الغلاف. في منتصف طبقة الغلاف ، يتم تمييز الخلية المثلثة ، والتي تُعرف باسم الخلية الغامضة.

في الوقت نفسه ، ينقسم الأنثروجوني الأولي عن طريق الانقسامات المختلفة ، ويشكل كتلة من الخلايا المضمنة في البروتالوس ، والمعروفة باسم الخلايا الأندروجينية والتي تؤدي في النهاية إلى ظهور الخلايا الذكرية (الخلايا الأم antherozoid ، الشكل 12 C-F). يختلف عدد الخلايا الأندروسية لكل أنثيريديوم باختلاف الأنواع.

كل خلية ذرية في وقت لاحق على التحول إلى antherozoid biflagellated. كل antherozoid عبارة عن هيكل أحادي الصيغة الصبغية ، غير نووي ، مغزلي مع نهاية خلفية عريضة مستديرة ونهاية أمامية مدببة مدببة (الشكل 12 ز).

تصبح الخلية الغشائية المثلثية مخاطية ونتيجة لذلك تتشكل فتحة في قمة الأنثيريديوم يدخل الماء من خلالها. يمتص antherozoids الماء وينتفخ نتيجة لذلك يتم إنشاء ضغط على جدار الأنثيريديوم الذي يتمزق في النهاية ويتحرر antherozoids.

تطوير الأرشيغونيوم:

تمامًا مثل الأنثيريديوم ، ينشأ الأرشيغونيوم أيضًا من خلية سطحية واحدة تسمى البدائية البدائية ، تقع بعيدًا عن الخلايا الإنشائية في القمة (الشكل 13 أ). ينقسم الأولي الأركيوني عن طريق الانقسام المحيطي إلى خلية غلاف أولية عليا وخلية مركزية قاعدية سفلية (الشكل 13 ب).

تنقسم خلية الغلاف الأولية في وقت لاحق عموديًا عن طريق قسمين متتاليين في الزاوية اليمنى لبعضهما البعض مكونًا أربعة أحرف استهلالية للرقبة والتي تشكل لاحقًا عن طريق الانقسامات العرضية رقبة عالية تتكون من 3-4 خلايا. تتكون كل طبقة من طبقات العنق من 4 خلايا.

تنقسم الخلية المركزية بشكل عرضي لتشكل خلية قناة أولية عليا وخلية بطنية أولية سفلية (الشكل 13 د). تنتج خلية القناة الأولية عن طريق الانقسامات العرضية المتتالية عددًا متغيرًا من خلايا قناة الرقبة (عادة واحدة في L. cernuum و 7 in و L. selago و 14-16 في L. complanatum).

قد تتصرف الخلية البطنية الأولية بشكل مباشر كبيضة أو قد تنقسم بشكل عرضي لتشكل خلية قناة بطنية عليا وبيضة سفلية (الشكل 13 E-G). البيضة أوسع إلى حد ما من الجزء المتبقي من الأرشيغونيوم. السترة الأثرية غائبة. الأركونيوم عبارة عن هيكل على شكل قارورة غارقة مع عنق بارزة من البروتالوس.

في وقت الإخصاب ، تتفكك خلايا قناة العنق وقناة القناة البطنية وتنفصل خلايا الطبقة العلوية من الرقبة قليلاً عن بعضها لتشكل ممرًا يصل إلى البويضة (الشكل 13 ح). يحدث الإخصاب بوجود الماء.

تصل شبوات الأنثيروزويد ثنائية السوط إلى الأرغونيوم عن طريق السباحة في الماء على سطح البروتالوس. ربما تنجذب antherozoids نحو عنق archegonium بواسطة حركة كيميائية. يدخلون الأركونيوم من خلال الرقبة ويصلون إلى البويضة.

فقط نواة antherozoid واحدة تندمج مع نواة البيض وبالتالي تشكل بنية ثنائية الصبغيات تعرف باسم oospore (2x). ينهي فعل الإخصاب التولد المشيجي وتتشكل المرحلة الأولية من تكوين البوغ.

تطور الجنين (البوغ الصغير):

معدل نمو الجنين بطيء للغاية. في جنين الليكوبوديوم يتطور نزولاً إلى أنسجة مشيجية بدلاً من أن يتطور صعوداً ، أي باتجاه عنق الأرشيغونيوم. يكون التقسيم الأول للبويضات دائمًا عرضيًا ، مكونًا خلية علوية (فوق قاع) وخلية سفلية (تحت قاع قاع) تُعرف باسم الخلية الجنينية.

لا تنقسم الخلية العلوية أكثر وتتصرف كعامل معلق. تنقسم الخلية السفلية (الخلية الجنينية) إلى قسمين عموديين بزاوية قائمة لبعضهما البعض ، يليهما قسم عرضي مكونًا 8 خلايا (ثماني ، الشكل 14 أ-د). تشكل الخلايا الأربع للثماني ، الواقعة بالقرب من المعلق من خلال مزيد من الانقسام ، قدمًا متعددة الخلايا تعمل كمستوى وتساعد في امتصاص المواد الغذائية من النسيج المشيجي.

من بين الخلايا الأربع المتبقية من الثماني ، فإن الخلايا 2 باتجاه المنطقة الإنشائية تؤدي إلى الجذع وتؤدي الخليتان الأخريان إلى ظهور الورقة الأولية والجذر الأولي (الشكل 14 D-J). الجذع الأساسي قصير العمر ويتم استبداله بالنمو العرضي الذي ينتج عنه جذع أفقي. ينمو المزيد من الجذور من الساق.

الجذور الأولية للنبت البوغي خارجية المنشأ في حين أن تلك التي تنشأ لاحقًا هي داخلية المنشأ. يحصل الجنين على غذاءه لفترة طويلة من الطور المشيجي.

في بعض الأنواع ، على سبيل المثال ، L. cernuum وما إلى ذلك ، يكون الطور المشيجي أخضر بشكل عام. ينقسم البويضة عادة بشكل عرضي مكونة المعلق والخلية الجنينية. تشكل الخلية الجنينية ثماني. الطبقة التي تؤدي إلى الجذع والأوراق والجذور الأولية ، تتطور إلى بنية كروية ضخمة من الخلايا المتنيّة ، والمعروفة باسم النموذج الأولي (الشكل 14 ك ، ل).

ينمو من خلال الطور المشيجي ، ويصبح أخضر ويطور جذور جذرية على سطحه السفلي. يؤدي السطح العلوي للنموذج الأولي إلى ظهور عدد قليل إلى العديد من النواتج المنتصبة التي تشبه الأوراق وتُعرف باسم protophylls.

يتم تزويد البروتوفيل بالثغور. في هذه المرحلة ينفصل النموذج الأولي عن الطور المشيجي. الآن في الجانب العلوي من النموذج الأولي توجد منطقة متباينة تتطور إلى جذع. يعتبر البروتوكورم بمثابة المرحلة الوسيطة بين الجنين الطبيعي والإطلاق الورقي المحدد.

الطبيعة المورفولوجية لبروتوكورم الليكوبوديوم:

تم طرح وجهات نظر مختلفة لشرح الطبيعة المورفولوجية لبروتوكورم الليكوبوديوم.

تتم مناقشة عدد قليل منها أدناه:

(1) اعتبر Treub (1837) أن البروتوكرورم هو بقايا بنية بدائية غير متمايزة كانت تمتلكها أصلاً Pteridophytes وفي غالبية نباتات Pteridophytes الحالية تم استبدالها برعم ورقي محدد. هذا الرأي هو الآن فقط ذات أهمية تاريخية.

(2) اعتبر باور (1908 ، 1935) أنها انتفاخ للتكيف العرضي. يعمل كعضو من النباتات المعمرة. ليس له أهمية النشوء والتطور.

(3) اعتبر هولواي (1910) أنه هيكل متخصص يساعد البوغ الصغير على النمو خلال موسم الجفاف.

(4) اعتبره براون (1913) أنه جذع معدل ومخفض.

(5) اعتبر واردلو (1955) أنها لقطة معدلة.

الأهمية الاقتصادية لليكوبوديوم:

تختلف أهمية الأنواع المختلفة من Lycopodium ، على سبيل المثال ، تُستخدم بعض أنواع Lycopodium (L. obscurum) في صنع أكاليل عيد الميلاد. يستخدم L. volubile لتزيين المائدة.

تم استخدام مستخلص نبات Lycopodium كمنشط للكلى في العصور القديمة. إن أبواغ الليكوبوديوم شديدة الاشتعال وقد استخدمت لإنتاج إضاءة المسرح للمسارح. تُستخدم جراثيم L. clavatum وما إلى ذلك في الصيدلية كمسحوق غبار واقي طارد للماء للبشرة الرقيقة إلخ.

أنماط دورة الحياة في ليكوبوديوم:

Lycopodium هو طور بوغي (2x) ذو أجيال مميزة من نوع sporophytic (2x) و gametophytic (x) تتناوب مع بعضها البعض. النبات متماثل أي يتكاثر عن طريق إنتاج نوع واحد فقط من الجراثيم. ينتج البوغ عند الإنبات نبات مشيجي (x) والذي ينتج بدوره كلاً من antherozoids والبيض في antheridia و archegonia على التوالي.

تنتج هذه الهياكل التناسلية لاحقًا بعد الإخصاب الزيجوت (2x) والذي يؤدي مرة أخرى عند الإنبات إلى ظهور نبات بوغي (2x). وبهذه الطريقة تتناوب الأجيال البوغية والنباتية المشيمية مع بعضها البعض وتظهر تناوبًا واضحًا للجيل على الرغم من أن المرحلة البوغية هي المهيمنة على الطور المشيجي (الشكل 15).


2 - مورفولوجيا وتشريح وتصنيف الطحالب

مع ما يقرب من 13000 نوع ، تشكل Bryophyta ثاني أكثر مجموعة متنوعة من النباتات البرية. تشترك الطحالب مع Marchantiophyta و Anthocerotophyta في دورة حياة أحادية الفصيلة تشير إلى التحول من دورة حياة أسلاف الطحالب للأجنة الطحالب إلى دورة حياة النباتات الوعائية التي يهيمن عليها النبات البوغي. الطور المشيجي يعيش بحرية وذاتية التغذية ويتكون دائمًا تقريبًا من جذع مورق. بعد الإخصاب ، يتطور الطور البوغي إلى محور غير متفرّع يحمل كبسولة طرفية تحمل البوغ. يظل الطور البوغي مرتبطًا جسديًا بالنمط المشيجي ويعتمد جزئيًا على الأقل من الناحية الفسيولوجية على نبات الأم. تشير عمليات إعادة البناء الحديثة للتطور إلى أن ثلاث سلالات من النباتات البرية المبكرة تشكل درجة تطورية تمتد عبر الانتقال إلى الأرض وأصل النباتات ذات النباتات البوغية المتفرعة (انظر الفصل 4). يبدو أن Bryophyta تحتل موقعًا وسيطًا: أصلها يسبق تباعد السلف إلى نباتات الزهقرنية والأوعية الدموية ولكنها تطورت من سلف مشترك مع حشيشة الكبد (Qiu et al.2006). يمكن إرجاع أصل النباتات البرية الأولى إلى Ordovician وربما الكمبري (Strother et al. 2004). على الرغم من أن أحافير الطحالب التي لا لبس فيها قد تم استعادتها فقط من الرواسب التي تعود إلى فترات جيولوجية أصغر (العلوي الكربوني) ، فإن تقديرات الوقت المتباينة القائمة على السلالات الجزيئية تشير إلى أن أصل الطحالب يعود إلى الأوردوفيشي (نيوتن وآخرون ، 2007) وبالتالي فإنهم يمتد التاريخ التطوري الفريد 400 مليون سنة على الأقل.

أرسل بريدًا إلكترونيًا إلى أمين المكتبة أو المسؤول للتوصية بإضافة هذا الكتاب إلى مجموعة مؤسستك & # x27s.


مورفولوجيا ليمولوس

Horseshoe crabs live primarily in and around shallow coastal waters on soft sandy or muddy bottoms. They occasionally come onto shore to mate. Horseshoe crabs superficially resemble crustaceans but belong to a separate subphylum of the arthropods, Chelicerata, and are closely related to arachnids. Horseshoe crabs are closely related to the extinct eurypterids (sea scorpions), which include some of the largest arthropods to have ever existed, and the two may be sister groups. The earliest horseshoe crab fossils are found in strata from the late Ordovician period, roughly 450 million years ago.

Morphology of a limulus (horseshoe crab): marine arthopod which lives near the shore.
Frontal organ: organ of the horseshoe crab situated at face-level.
Chelicera: a pair of venomous hooks situated on the head of a horseshoe crab.
Walking leg: floating appendage.
Genital operculum: structure covering the opening to the genital organs.
Transverse auricular groove: shallow impression related to the ear.
Appendages modified to serve as gills: leaf-shaped leg.
Auricular cavity of the tail spine: cavity related to the flexibility and movement of the telson.
Telson (tail spine): barb at the end of the horseshoe crabs tail.
البطن: posterior part of the body of a horseshoe crab.
Mobile spine: movable tail of the horseshoe crab.
Cephalothorax: head and thorax of the horseshoe crab, which together form one section of the body.
عين: sight organ of a horseshoe crab.
Ocelli: rudimentary eye.


محتويات

The etymology of the word "morphology" is from the Ancient Greek μορφή ( morphḗ ), meaning "form", and λόγος ( lógos ), meaning "word, study, research". [2] [3]

While the concept of form in biology, opposed to function, dates back to Aristotle (see Aristotle's biology), the field of morphology was developed by Johann Wolfgang von Goethe (1790) and independently by the German anatomist and physiologist Karl Friedrich Burdach (1800). [4]

In 1830, Cuvier and E.G.Saint-Hilaire engaged in a famous debate, which is said to exemplify the two major deviations in biological thinking at the time – whether animal structure was due to function or evolution. [7]

    is analysis of the patterns of the locus of structures within the body plan of an organism, and forms the basis of taxonomical categorization. is the study of the relationship between the structure and function of morphological features.
  • Experimental morphology is the study of the effects of external factors upon the morphology of organisms under experimental conditions, such as the effect of genetic mutation. is a "branch of morphology that deals with the structure of organisms". [8]
  • Molecular morphology is a rarely used term, usually referring to the superstructure of polymers such as fiber formation [9] or to larger composite assemblies. The term is commonly not applied to the spatial structure of individual molecules.
  • Gross morphology refers to the collective structures of an organism as a whole as a general description of the form and structure of an organism, taking into account all of its structures without specifying an individual structure.

Most taxa differ morphologically from other taxa. Typically, closely related taxa differ much less than more distantly related ones, but there are exceptions to this. Cryptic species are species which look very similar, or perhaps even outwardly identical, but are reproductively isolated. Conversely, sometimes unrelated taxa acquire a similar appearance as a result of convergent evolution or even mimicry. In addition, there can be morphological differences within a species, such as in Apoica flavissima where queens are significantly smaller than workers. A further problem with relying on morphological data is that what may appear, morphologically speaking, to be two distinct species, may in fact be shown by DNA analysis to be a single species. The significance of these differences can be examined through the use of allometric engineering in which one or both species are manipulated to phenocopy the other species.

A step relevant to the evaluation of morphology between traits/features within species, includes an assessment of the terms: homology and homoplasy. Homology between features indicate that those features have been derived from a common ancestor. [10] Alternatively, homoplasy between features describes those that can resemble each other, but derive independently via parallel or convergent evolution. [11]

Invention and development of microscopy enable the observation of 3-D cell morphology with both high spatial and temporal resolution. The dynamic processes of these cell morphology which are controlled by a complex system play an important role in varied important biological process, such as immune and invasive responses. [12] [13]


TCP transcription factors control the morphology of shoot lateral organs via negative regulation of the expression of boundary-specific genes in Arabidopsis

Plants form shoot meristems in the so-called boundary region, and these meristems are necessary for normal morphogenesis of aerial parts of plants. However, the molecular mechanisms that regulate the formation of shoot meristems are not fully understood. We report here that expression of a chimeric repressor from TCP3 (TCP3SRDX), a member of TEOSINTE BRANCHED1, CYCLOIDEA, and PCF (TCP) transcription factors in Arabidopsis thaliana, resulted in the formation of ectopic shoots on cotyledons and various defects in organ development. Expression of TCP3SRDX induced ectopic expression of boundary-specific genes, namely the CUP-SHAPED COTYLEDON (CUC) genes, and suppressed the expression of miR164, whose product cleaves the transcripts of CUC genes. This abnormal phenotype was substantially reversed on the cuc1 mutant background. By contrast, gain of function of TCP3 suppressed the expression of CUC genes and resulted in the fusion of cotyledons and defects in formation of shoots. The pattern of expression of TCP3 did not overlap with that of the CUC genes. In addition, we found that eight TCPs had functions similar to that of TCP3. Our results demonstrate that the TCP transcription factors play a pivotal role in the control of morphogenesis of shoot organs by negatively regulating the expression of boundary-specific genes.

الأرقام

Abnormal Phenotype of Various Organs…

Abnormal Phenotype of Various Organs Induced by TCP3SRDX. (أ) Schematic representation of the…

Scanning Electron Microscopy Analysis of…

Scanning Electron Microscopy Analysis of Wild-Type and 35S:TCP3SRDX Shoot Lateral Organs. (أ) و…

Phenotype of طليعة TCP3 :TCP3SRDX…

Phenotype of طليعة TCP3 :TCP3SRDX Plants. (أ) و (ب) Seedlings with irregular differentiation…

The Effects of TCP3SRDX on…

The Effects of TCP3SRDX on the Pattern of Expression of Boundary-Specific Genes and…

TCP3SRDX Suppressed the Accumulation of…

TCP3SRDX Suppressed the Accumulation of miR164. (أ) RNA gel blot analysis for the…

الطفرات في CUC Genes Suppressed…

الطفرات في CUC Genes Suppressed the Activity of TCP3SRDX. (أ) أ 35S:TCP3SRDX L…

Gain of Function of TCP3 Activity Inhibited Formation of Shoots. (أ) و (B)…

التعبير عن TCP Genes. (أ)…

التعبير عن TCP Genes. (أ) إلى (هـ) Detection by in situ hybridization of…


محتويات

Spiders, unlike insects, have only two main body parts (tagmata) instead of three: a fused head and thorax (called a cephalothorax or prosoma) and an abdomen (also called an opisthosoma). The exception to this rule are the assassin spiders in the family Archaeidae, whose cephalothorax is divided into two parts by an elongated "neck". In the majority of spiders, the abdomen is not externally segmented. The exception is the Liphistiidae, a basal family, which retains this more primitive character hence they are sometimes called segmented spiders. The abdomen and cephalothorax are connected by a thin waist called the pedicel. Unlike insects, spiders have an endoskeleton in addition to their exoskeleton. [2]

Cephalothorax Edit

The cephalothorax, also called prosoma, is composed of two primary surfaces: a dorsal الذبل درع قرني and a ventral sternum. Most external appendages on the spider are attached to the cephalothorax, including the eyes, chelicerae and other mouthparts, pedipalps and legs.

Like other arachnids, spiders are unable to chew their food, so they have a mouth part shaped like a short drinking straw that they use to suck up the liquefied insides of their prey. However, they are able to eat their own silk to recycle proteins needed in the production of new spider webs. [3] Some spiders, such as the dewdrop spiders (Argyrodes), even eat the silk of other spider species. [4]

Appendages Edit

Spiders typically have eight walking legs (insects have six). They do not have antennae the pair of appendages in front of the legs are the pedipalps (or just palps). Spiders' legs are made up of seven segments. Starting from the body end, these are the coxa, trochanter, femur, patella, tibia, metatarsus and tarsus. The tip of the tarsus bears claws, which vary in number and size. Spiders that spin webs typically have three claws, the middle one being small hunting spiders typically have only two claws. Since they do not have antennae, spiders use specialised and sensitive setae on their legs to pick up scent, sounds, vibrations and air currents. [5] Some spiders, such as the Australian crab spider, do not have claws.

The pedipalps have only six segments: the metatarsus is missing. In adult males, the tarsus of each palp is modified to carry an elaborate and often species-specific structure used for mating (variously called a palpal bulb, palpal organ or copulatory bulb). [6] The basal segments of the pedipalps, the coxae, next to the mouth, are modified to assist with feeding, and are termed الفك العلوي, although they are not homologous with the maxillae of mandibulate arthropods. In mesothele and mygalomorph spiders, the maxillae are only slightly modified in araneomorph spiders, the anterior edge is often saw-like and is used in cutting up prey. [7]

Eyes, vision, and sense organs Edit

Spiders usually have eight eyes, each with a single lens rather than multiple units as in the compound eyes of insects. The specific arrangement of the eyes is one of the features used in classifying different species. Most species of the Haplogynae have six eyes, although some have eight (Plectreuridae), four (e.g., Tetrablemma) or even two (most Caponiidae). Sometimes one pair of eyes is better developed than the rest, or even, in some cave species, there are no eyes at all. Several families of hunting spiders, such as jumping spiders and wolf spiders, have fair to excellent vision. The main pair of eyes in jumping spiders even sees in color. [8]

Net-casting spiders of genus Deinopis have their posterior median eyes enlarged into large forward-facing compound lenses. These eyes have a wide field of view and are able to gather available light more efficiently than the eyes of cats and owls. This is despite the fact that they lack a reflective layer (tapetum lucidum) instead, each night, a large area of light-sensitive membrane is manufactured within the eyes, and since arachnid eyes do not have irises, it is rapidly destroyed again at dawn. [9]

However, most spiders that lurk on flowers, webs, and other fixed locations waiting for prey tend to have very poor eyesight instead they possess an extreme sensitivity to vibrations, which aids in prey capture. Vibration sensitive spiders can sense vibrations from such various mediums as the water surface, the soil or their silk threads. Changes in the air pressure can also be detected in search of prey.

Pedicel Edit

The cephalothorax is joined to the abdomen by a thin flexible pedicel. This allows a spider to move its abdomen in all directions, and thus, for example, to spin silk without moving the cephalothorax. This waist is actually the last segment (somite) of the cephalothorax (the pregenital somite) and is lost in most other members of the Arachnida (in scorpions it is only detectable in the embryos).

تحرير البطن

The abdomen is also known as the opisthosoma. On the ventral side of the abdomen are two hardened plates covering the book lungs. These are called the epigastric plates. A fold, known as the epigastric furrow, separates the region of the book lungs and epigyne from the more posterior part of the abdomen. In the middle of this furrow is the opening of the oviduct (in females) and at either end are the lung slits. [10]

Spinnerets Edit

The abdomen has no appendages except from one to four (usually three) modified pairs of movable telescoping organs called spinnerets, which produce silk. Originally, the common ancestor of spiders had four pairs of spinnerets, with two pairs on the tenth body segment and two pairs on the eleventh body segment, located in the middle on the ventral side of the abdomen. The suborder Mesothelae is unique in having only two types of silk glands – thought to be the ancestral condition. All other spiders have the spinnerets further towards the posterior end of the body where they form a small cluster, and the anterior central spinnerets on the tenth segment are lost or reduced (suborder Mygalomorphae), or modified into a specialised and flattened plate called the cribellum (suborder Araneomorphae). The cribellum (usually separated into a left and a right half) produces a thread made up of hundreds to thousands of very fine dry silk fibers (about 10 nm thick) around a few thicker core fibers, which then are combed into a woolly structure by using a group of specialized hairs (setae) on their fourth pair of legs. It is suspected their woolly silk is charged with static electricity, causing its fine fibres to attach to trapped prey. Once all araneomorph (modern) spiders had a cribellum, but today it only remains in the cribellate spiders (although it is sometimes missing even here), which are widespread around the world. Often, this plate lacks the ability to produce silk, and is then called the colulus an organ that zoologists have not identified a function for. The colulus is reduced or absent in most species. The cribellate spiders were the first spiders to build specialized prey catching webs, later evolving into groups that used the spinnerets solely to make webs, instead using silk threads dotted with droplets of a sticky liquid (like pearls on a necklace) to capture small arthropods, and a few large species even small bats and birds. Other spiders do not build webs at all, but have become active hunters, like the highly successful jumping spiders.

تحرير الإعارة

Spiders, like most arthropods, have an open circulatory system, i.e., they do not have true blood, or veins which transport it. Rather, their bodies are filled with haemolymph, which is pumped through arteries by a heart into spaces called sinuses surrounding their internal organs. The haemolymph contains hemocyanin, a respiratory protein similar in function to hemoglobin. Hemocyanin contains two copper atoms, tinting the haemolymph with a faint blue color. [11]

The heart is located in the abdomen a short distance within the middle line of the dorsal body-wall, and above the intestine. Unlike in insects, the heart is not divided into chambers, but consists of a simple tube. The aorta, which supplies haemolymph to the cephalothorax, extends from the anterior end of the heart. Smaller arteries extend from sides and posterior end of the heart. A thin-walled sac, known as the pericardium, completely surrounds the heart. [12]

Breathing Edit

Spiders have developed several different respiratory anatomies, based either on book lungs or on tracheae. Mesothele and mygalomorph spiders have two pairs of book lungs filled with haemolymph, where openings on the ventral surface of the abdomen allow air to enter and oxygen to diffuse in and carbon dioxide to diffuse out. This is also the case for some basal araneomorph spiders like the family Hypochilidae, but the remaining members of this group have just the anterior pair of book lungs intact while the posterior pair of breathing organs are partly or fully modified into tracheae, through which oxygen is diffused into the haemolymph or directly to the tissue and organs. This system has most likely evolved in small ancestors to help resist desiccation. The trachea were originally connected to the surroundings through a pair of spiracles, but in the majority of spiders this pair of spiracles has fused into a single one in the middle, and migrated posterior close to the spinnerets.

Among smaller araneomorph spiders there are species in which the anterior pair of book lungs have also evolved into tracheae, or are simply reduced or missing. In a very few species the book lungs have developed deep channels, apparently signs of evolution into tracheae. Some very small spiders in moist and sheltered habitats do not have any breathing organs at all, as gas exchange occurs directly through their body surface. In the tracheal system oxygen interchange is much more efficient, enabling cursorial hunting (hunting involving extended pursuit) and other advanced characteristics, such as having a smaller heart and the ability to live in drier habitats.

Digestion Edit

Digestion is carried out internally and externally. Spiders do not have powerful chelicerae, but secrete digestive fluids into their prey from a series of ducts perforating their chelicerae. The coxal glands are excretory organs that lie in the prosoma, and open to the outside at the coxae of the walking legs. In primitive spiders, such as the Mesothelae and the Mygalomorphae, two pairs of coxal glands open onto the posterior side of the first and third coxae. They release a fluid only during feeding and play an important role in ion and water balance. [13] Digestive fluids dissolve the prey's internal tissues. Then the spider feeds by sucking the partially digested fluids out. Other spiders with more powerfully built chelicerae masticate the entire body of their prey and leave behind only a relatively small amount of indigestible materials. Spiders consume only liquid foods. Many spiders will store prey temporarily. Web weaving spiders that have made a shroud of silk to quiet their envenomed prey's death struggles will generally leave them in these shrouds and then consume them at their leisure.

Almost all spiders reproduce sexually. They are unusual in that they do not transfer sperm directly, for example via a penis. Instead the males transfer it to specialized structures (palpal bulbs) on the pedipalps and then meander about to search for a mate. [14] These palps are then introduced into the female's epigyne. This was first described in 1678 by Martin Lister. In 1843 it was revealed that males build a nuptial web into which they deposit a drop of semen, which is then taken up by the copulatory apparatus (the palpal bulb) in the pedipalp. The structure of the copulatory apparatus varies significantly between males of different species. While the widened palpal tarsus of the southern house spider, Kukulcania hibernalis (Filistatidae), only forms a simple bulb containing the coiled blind duct, members of the genus Argiope have a highly complex structure.


Morphology and Anatomy of Shoot, Root, and Propagation Systems in Hoffmannseggia glauca

Hoffmannseggia glauca is a perennial weed that has tubers and root-borne buds. Some authors only consider root tubers without mentioning root-borne buds, while others consider that more anatomic studies become necessary to determine the origin of these structures and to interpret their behaviour. The objectives are: to study the growth form of the plant in order to analyze the ontogeny of its propagation organs, and to study its shoot and root anatomical characters that affect water conductivity. Hoffmannseggia glauca was collected in Argentina. Development of its shoot and root systems was observed. Shoots and roots were processed to obtain histological slides. Macerations were prepared to study vessel members. Primary and lateral roots originate buds that develop shoots at the end of the first year. In winter, aerial parts die and only latent buds at soil surface level and subterranean organs remain. In the following spring, they develop innovation shoots. Roots show localized swellings (tuberous roots), due to a pronounced increase of ray thickness and parenchymatous proliferation in the root center. Root vessel members are wider than those of aerial and subterranean shoots. Early development of an extensive root system, presence of root borne buds, anatomic and physiological specialization of innovation shoots, capability of parenchymatous rays to originate buds and tuberous roots, and high water transport efficiency in subterranean organs lead Hoffmannseggia glauca to display higher colonization potential than other species.

الكلمات الدالة

Hoffmannseggia glauca - shoot - root - propagation system - morphology - anatomy.

مراجع

    1 Basconsuelo S., Kraus T.. Morfología del sistema radical de Rhynchosia edulis Gris. (Fabaceae). Phyton. (2000) 69 119-126 2 Böhm W.. Container methods. Methods of Studying Root Systems. Berlin Springer-Verlag (1979): 95-114 3 Burkart A.. Las leguminosas argentinas de la subfamilia Cesalpinioideas. Las Leguminosas Argentinas Silvestres y Cultivadas. Buenos Aires ACME Agency (1952): 149-192 4 Camuñas E., Crespo M. B.. The genus Hoffmannseggia Cav. (Fabaceae, Caesalpinioideae), new for the Mediterranean flora. Israel Journal of Plant Sciences. (1999) 47 283-286 5 Carlquist S.. Wood and stem anatomy of woody Amaranthaceae sensu stricto : ecology, systematics and the problems of defining rays in Dicotyledons. المجلة النباتية لجمعية لينيان. (2003) 143 1-19 6 Castner E. P., Murray D. S., Hackett M. N., Verhalen L. M., Weeks D. L., Stone J. F.. Interference of hogpotato (Hoffmannseggia glauca) with cotton (Gossypium hirsutum) . Weed Science. (1989) 37 688-694 7 Chaffey N.. Secondary growth of roots: a cell biological perspective. Waisel, Y., Eshel, A., and Kafkafi, V., eds. Plant Roots. The Hidden Half. New York Marcel Dekker (2002): 93-112 8 D'Ambrogio de Argüeso A.. Manual de Técnicas en Histología Vegetal. Buenos Aires Hemisferio Sur (1986): 1-83 9 Ewers F. W., Carlton M. R., Fisher J. B., Kolb K. J., Tyree M. T.. Vessel diameters in roots versus stems of tropical lianas and other growth forms. IAWA Journal. (1997) 18 261-279 10 February E. C., Stock W. D., Bond W. J., Le Roux D. J.. Relationships between water availability and selected vessel characteristics in Eucalyptus grandis and two hybrids. IAWA Journal. (1995) 16 269-276 11 Flores H., Weber C., Puffett J.. Underground plant metabolism: the biosynthetic potential of roots. Waisel, Y., Eshel, A., and Kafkafi, V., eds. Plant Roots. The Hidden Half. New York Marcel Dekker (1996): 931-956 12 Groff P. A., Kaplan D. R.. The relation of root systems to shoot systems in vascular plants. The Botanical Review. (1988) 54 387-422 13 Jäger E. J.. A database on biological traits of the German flora - state of the art and need of investigation of the vegetative structures. Zeitschrift für Ökologie und Naturschutz. (2000) 9 53-59 14 Kutschera L., Lichtenegger E.. Wurzelatlas mitteleuropäischer Grünlandpflanzen, Bd. 2, Teil 1. Stuttgart Gustav Fischer Verlag (1992): 1-851 15 Lambers H., Chapin III., F. S., Pons T. L.. Plant water relations. Plant Physiological Ecology. New York Springer (1998): 154-209 16 Machado S. R., Angyalossy-Alfonso V., Morretes B. L.. Comparative wood anatomy of root and stem in Styrax camporum (Styracaceae). IAWA Journal. (1997) 18 13-25 17 Marzocca A.. Manual de Malezas. Buenos Aires Hemisferio Sur (1976): 1-555 18 Metcalfe C. R.. Ecological anatomy and morphology. General survey. Metcalfe, C. R. and Chalk, L., eds. Anatomy of the Dicotyledons, Vol. II. Wood Structure and Conclusion of the General Introduction. Oxford Clarendon Press (1983 a): 126-152 19 Metcalfe C. R.. Anatomy, phylogeny and taxonomy. Metcalfe, C. R. and Chalk, L., eds. Anatomy of the Dicotyledons, Vol. II. Wood Structure and Conclusion of the General Introduction. Oxford Clarendon Press (1983 b): 98-108 20 Metcalfe C. R.. Anomalous structure. Metcalfe, C. R. and Chalk, L., eds. Anatomy of the Dicotyledons, Vol. II. Wood Structure and Conclusion of the General Introduction. Oxford Clarendon Press (1983 c): 52-63 21 Milanez C., Moraes-Dallaqua M.. Ontogenese do sistema subterraneo de Pachyrhizus ahipa (Wedd.) Parodi (Fabaceae). Revista Brasileira de Botânica. (2003) 26 415-427 22 Ott L.. Introduction to the analysis of variance. An Introduction to Statistical Methods and Data Analysis. Belmont, California Wadsworth Publishing Company (1993): 769-806 23 Patel R. N.. A comparison of the anatomy of the secondary xylem in roots and stems. Holzforschung. (1965) 19 72-79 24 Polhill R. M., Vidal J. E.. Caesalpinieae. Polhill, R. M. and Raven, P. H., eds. Advances in Legume Systematics. Kew Royal Botanical Garden (1981): 81-97 25 Sawidis T., Kalyva S., Delivopoulos S.. The root-tuber anatomy of Asphodelus aestivus . Flora: Morphology, Distribution, Functional Ecology of Plants. (2005) 200 332-338 26 Schubert R., Wagner G.. Botanisches Wörterbuch. Stuttgart Eugen Ulmer GmbH und Co. (1993): 1-645 27 Shewry P. R.. Tuber storage proteins. Annals of Botany. (2003) 91 755-769 28 Simpson B. B., Tate J. A., Weeks A.. Phylogeny and character evolution of Hoffmannseggia (Caesalpinieae: Caesalpinioideae: Leguminosae). Systematic Botany. (2004) 29 933-946 29 Simpson B. B., Tate J. A., Weeks A.. The biogeography of Hoffmannseggia (Leguminosae, Caesalpinioideae, Caesalpinieae): a tale of many travels. Journal of Biogeography. (2005) 32 15-27 30 Simpson B. B., Ulibarri E. A.. A sinopsis of the genus Hoffmannseggia (Leguminosae). Lundellia. (2006) 9 7-33 31 Steel R. G. D., Torrie J. H.. Estadística no paramétrica. Bioestadística: Principios y Procedimientos. México McGraw-Hill (1988): 520-527 32 Strittmatter C.. Modificación de una técnica de coloración safranina-fast green. Boletín de la Sociedad Argentina de Botánica. (1979) 18 121-122 33 Troll W.. Vergleichende Morphologie der Höheren Pflanzen. 1. Band, Vegetationorgane, 3. Teil, Wurzel und Wurzelsysteme. Berlin Gebrüder Borntraeger (1943): 2609-2710 34 Ulibarri E. A.. Las especies argentinas del género Hoffmannseggia Cav. (Legum-Caesalp.) . Darwiniana. (1979) 22 135-158 35 Ulibarri E. A.. Sinopsis de Caesalpinia y Hoffmannseggia (Leguminosae, Caesalpinioideae) de Sudamérica. Darwiniana. (1996) 34 299-348 36 Vitta J., Faccini D., Nisensohn L., Puricelli E., Tuesca D., Leguizamón E.. Las Malezas en la Región Sojera Núcleo Argentina: Situación Actual y Perspectivas. Buenos Aires Dow Agro Sciences (1999): 1-47 37 Weber H.. Die Bewurzelungsverhältnisse der Pflanzen. Freiburg, Germany Herder (1953): 1-132 38 Westerman R. B., Murray D. S., Verhalen L. M., Hackett N. M., Castner E. P., Banks J. C., Stone J. F., Weeks D. L.. Hogpotato (Hoffmannseggia glauca) : Its biology, competition, and control. Oklahoma Agricultural Station Bulletin B. (1998) 812 39 Zanín L. A., Cangiano M. A.. El cariotipo de Hoffmannseggia glauca (Fabaceae). Darwiniana. (2001) 39 11-13 40 Zuloaga F., Morrone E. D.. Catálogo de las plantas vasculares de la República Argentina. II. Fabaceae - Zygophyllaceae (Dicotyledoneae). Missouri Missouri Botanical Garden Press (1999): 681-682

Morfología Vegetal
Facultad de Agronomía y Veterinaria
Universidad Nacional de Río Cuarto


شاهد الفيديو: Introduction Of Human Anatomy (يونيو 2022).


تعليقات:

  1. Mur

    انت لست على حق. أنا متأكد. أدعوك للمناقشة.

  2. Dazragore

    أوصي بزيارة الموقع ، الذي يحتوي على العديد من المقالات حول هذا الموضوع.

  3. Vubar

    الجميع ليس سهلاً كما يبدو

  4. Cyneley

    أنا لا أصدقك

  5. Beinvenido

    قطعة مسلية جدا

  6. Gardalrajas

    الهذيان الحصري ، في رأيي



اكتب رسالة